ISO 5667-3:2024
(Main)Water quality — Sampling — Part 3: Preservation and handling of water samples
Water quality — Sampling — Part 3: Preservation and handling of water samples
This document specifies the general requirements for sampling, preservation, handling, transport and storage of all water samples for physicochemical, chemical, hydrobiological and microbiological analyses and determination of radiochemical analytes and activities. Guidance on the validation of storage times of water samples is provided in ISO/TS 5667-25. This document is not applicable to water samples intended for ecotoxicological assays, biological assays (which is specified in ISO 5667-16), passive sampling (which is specified in ISO 5667-23) and microplastics (which is specified in ISO 5667-27). This document is particularly appropriate when samples cannot be analysed on site and have to be transported to a laboratory for analysis.
Qualité de l'eau — Échantillonnage — Partie 3: Conservation et manipulation des échantillons d'eau
Le présent document spécifie les exigences générales relatives à l’échantillonnage, à la conservation, à la manipulation, au transport et au stockage de tous les échantillons d’eau destinés à des analyses physico-chimiques, chimiques, hydrobiologiques et microbiologiques et à des quantifications d’analytes radiochimiques et d’activités. Des recommandations relatives à la validation de durées de stockage des échantillons d’eau sont données dans l’ISO/TS 5667-25. Le présent document ne s’applique pas aux échantillons d’eau destinés à des essais écotoxicologiques ou à des essais biologiques (qui sont couverts par l’ISO 5667-16), à l’échantillonnage passif (qui est couvert par l’ISO 5667-23), ni aux microplastiques (qui sont couverts par l’ISO 5667-27). Le présent document s’applique en particulier chaque fois qu’un échantillon ne peut être analysé sur site et doit être transporté vers un laboratoire pour analyse.
General Information
Relations
Standards Content (Sample)
International
Standard
ISO 5667-3
Sixth edition
Water quality — Sampling —
2024-03
Part 3:
Preservation and handling of
water samples
Qualité de l'eau — Échantillonnage —
Partie 3: Conservation et manipulation des échantillons d'eau
Reference number
© ISO 2024
All rights reserved. Unless otherwise specified, or required in the context of its implementation, no part of this publication may
be reproduced or utilized otherwise in any form or by any means, electronic or mechanical, including photocopying, or posting on
the internet or an intranet, without prior written permission. Permission can be requested from either ISO at the address below
or ISO’s member body in the country of the requester.
ISO copyright office
CP 401 • Ch. de Blandonnet 8
CH-1214 Vernier, Geneva
Phone: +41 22 749 01 11
Email: copyright@iso.org
Website: www.iso.org
Published in Switzerland
ii
Contents Page
Foreword .iv
Introduction .v
1 Scope . 1
2 Normative references . 1
3 Terms and definitions . 1
4 Abbreviated terms for plastics . 2
5 Sampling and chain of custody . 3
6 Reagents and materials . 3
6.1 Solids .3
6.2 Solutions .4
6.3 Materials .5
7 Containers . 5
7.1 Container selection and preparation .5
7.2 On-site filtration . .6
7.3 Filling the container .6
8 Sample handling and preservation . 6
8.1 General .6
8.2 Sample handling and preservation for physical and chemical analysis .7
8.3 Sample handling and preservation for hydrobiological analysis .7
8.4 Sample handling and preservation for radiochemical analysis .8
9 Sample transport . 8
10 Identification of samples . 9
11 Sample reception . 9
12 Sample storage . 9
Annex A (informative) Techniques for sample preservation .11
Annex B (informative) Container preparation .58
Bibliography .59
iii
Foreword
ISO (the International Organization for Standardization) is a worldwide federation of national standards
bodies (ISO member bodies). The work of preparing International Standards is normally carried out through
ISO technical committees. Each member body interested in a subject for which a technical committee
has been established has the right to be represented on that committee. International organizations,
governmental and non-governmental, in liaison with ISO, also take part in the work. ISO collaborates closely
with the International Electrotechnical Commission (IEC) on all matters of electrotechnical standardization.
The procedures used to develop this document and those intended for its further maintenance are described
in the ISO/IEC Directives, Part 1. In particular, the different approval criteria needed for the different types
of ISO document should be noted. This document was drafted in accordance with the editorial rules of the
ISO/IEC Directives, Part 2 (see www.iso.org/directives).
ISO draws attention to the possibility that the implementation of this document may involve the use of (a)
patent(s). ISO takes no position concerning the evidence, validity or applicability of any claimed patent
rights in respect thereof. As of the date of publication of this document, ISO had not received notice of (a)
patent(s) which may be required to implement this document. However, implementers are cautioned that
this may not represent the latest information, which may be obtained from the patent database available at
www.iso.org/patents. ISO shall not be held responsible for identifying any or all such patent rights.
Any trade name used in this document is information given for the convenience of users and does not
constitute an endorsement.
For an explanation of the voluntary nature of standards, the meaning of ISO specific terms and expressions
related to conformity assessment, as well as information about ISO's adherence to the World Trade
Organization (WTO) principles in the Technical Barriers to Trade (TBT), see www.iso.org/iso/foreword.html.
This document was prepared by Technical Committee ISO/TC 147, Water quality, Subcommittee SC 6,
Sampling (general methods), in collaboration with the European Committee for Standardization (CEN)
Technical Committee CEN/TC 230, Water analysis, in accordance with the Agreement on technical
cooperation between ISO and CEN (Vienna Agreement).
This sixth edition cancels and replaces the fifth edition (ISO 5667-3:2018), which has been technically
revised.
The main changes are as follows:
— ISO/TS 5667-25 has been added as a reference;
— a flow diagram for preservation and storage of water samples has been added;
— references in Table A.1 have been updated;
— references in Tables A.2 and A.3 have been added;
— the previous Table A.1 has been split into Table A.1 on inorganic analytes and Table A.2 on organic
analytes;
— Table A.4 on microbiological analysis has been added;
— types of water have been added to Tables A.1 to A.5;
— the added terms used in Tables A.1 to A.5 have been explained.
A list of all parts in the ISO 5667 series can be found on the ISO website.
Any feedback or questions on this document should be directed to the user’s national standards body.
A complete listing of these bodies can be found at www.iso.org/members.html.
iv
Introduction
This document is intended to be used in conjunction with ISO 5667-1, which deals with the design of sampling
programmes and sampling techniques.
Where possible, this document has been aligned with current standards. Where new research or validation
results have provided new insights, the latest knowledge has been used.
[87]
Guidance on validation protocols can be found in ISO/TS 5667-25 and ISO 17034 .
Tables A.1 to A.5 provide the validated preservation times or conditions as well as the descriptions of best
practice. Tables A.1 to A.5 also refer, for each analyte, to references available at the time of publication of this
document (i.e. ISO 5667-3:2024). This is however not an exhaustive list. Other preservation methods may be
used when they have been validated. However, it is strongly recommended that, where a method validation
is not available, the preservation times for the analyte listed in Tables A.1 to A.5 for ISO test methods be
followed. In case more than one storage time is provided in Tables A.1 to A.5, the order of preferred use is:
— validated method;
— method provided by reference;
— best practice.
The preservation and storage conditions and maximum storage times per analyte as listed in Tables A.1 to
A.5 should be regarded as default conditions to be applied in the absence of any other information.
However, if validation of preservation techniques and holding times has been carried out, relative to specific
circumstances and matrices, by a laboratory, then, provided that it can produce evidence of this validation
where they differ from those set out in Tables A.1 to A.5, these validated preservation and storage conditions
and maximum storage times are deemed acceptable for use by the validating laboratories. A national
standard can contain information on preservation.
This document and the related analytical references can be used as presented in Figure 1.
v
WARNING — ‘Method provided by reference’ and ‘validated method’ can be based on previous standards
and methods and therefore not be in line with ISO/TS 5667-25. This information can be interpreted by
a qualified and experienced person.
Figure 1 — Flow diagram for the selection of a method for the preservation and storage of water samples
Attention is drawn to ISO/TS 5667-25, which contains guidelines and the elaboration of the required
techniques of how to validate new storage times or preservative methods and details of the techniques
described.
vi
International Standard ISO 5667-3:2024(en)
Water quality — Sampling —
Part 3:
Preservation and handling of water samples
1 Scope
This document specifies the general requirements for sampling, preservation, handling, transport
and storage of all water samples for physicochemical, chemical, hydrobiological and microbiological analyses
and determination of radiochemical analytes and activities.
Guidance on the validation of storage times of water samples is provided in ISO/TS 5667-25.
This document is not applicable to water samples intended for ecotoxicological assays, biological assays
(which is specified in ISO 5667-16), passive sampling (which is specified in ISO 5667-23) and microplastics
(which is specified in ISO 5667-27).
This document is particularly appropriate when samples cannot be analysed on site and have to be
transported to a laboratory for analysis.
2 Normative references
The following documents are referred to in the text in such a way that some or all of their content constitutes
requirements of this document. For dated references, only the edition cited applies. For undated references,
the latest edition of the referenced document (including any amendments) applies.
ISO 19458:2006, Water quality — Sampling for microbiological analysis
3 Terms and definitions
For the purposes of this document, the following terms and definitions apply.
ISO and IEC maintain terminology databases for use in standardization at the following addresses:
— ISO Online browsing platform: available at https:// www .iso .org/ obp
— IEC Electropedia: available at https:// www .electropedia .org/
3.1
best practice
method based upon consensus or general use and that can be referred to in literature
Note 1 to entry: Given the differences in conditions and circumstances as well as the impossibility to validate
all parameters from a validated method (3.7) or technique or process, a best practice method based upon the
corresponding properties of a validated parameter can be used.
3.2
integrity
property of the parameter(s) of interest, information or content of a sample stored in a container that has
not been altered or lost in an unauthorized manner or that has been subject to loss of representativeness
3.3
method provided by reference
procedure or technique for the preservation of samples taken from the reference to which it refers
Note 1 to entry: It is not in all cases clear whether the preservation procedure provided by the reference was validated
method (3.7), a best practice (3.1) or which procedure was used for its determination or validation. Where available,
the information about the matrices is taken over.
3.4
sample preservation
procedure used to stabilize a sample in such a way that the properties under examination are maintained
stable from the collection step until preparation for analysis
Note 1 to entry: Different analytes can require several samples from the same source that are stabilized by different
procedures.
[SOURCE: ISO 11074:2015, 4.4.20, modified — Note 1 to entry has been added.]
3.5
sample storage
process and result of keeping a sample available under predefined conditions, usually for a specified time
interval between collection and further treatment of a sample
Note 1 to entry: The specified time is the maximum time interval.
[SOURCE: ISO 11074:2015, 4.4.22, modified — Note 1 to entry has been added; “soil sample” has been
changed to “sample”.]
3.6
storage time
period of time between filling of the sample container and further treatment of the sample in the laboratory,
if stored under predefined conditions
Note 1 to entry: Sampling finishes as soon as the sample container has been filled with the sample. Storage time ends
when the sample is taken by the analyst to start sample preparation prior to analysis.
Note 2 to entry: Further treatment is, for most analytes, a solvent extraction or acid destruction. The initial steps
of sample preparation can be steps complementary to the storage conditions for the maintenance of analyte
concentrations.
3.7
validated method
method for which the validity or correctness has been checked by verification or qualification against a
number of predefined requirements
Note 1 to entry: A validated method indicates that a preservation method is capable of delivering the intended results
with an acceptable degree of uncertainty for the parameter or group of parameters and water type.
4 Abbreviated terms for plastics
FEP perfluoro(ethylene/propylene)
PE polyethylene
PE-HD high density polyethylene
PET polyethylene terephthalate
PFA perfluoroalkoxy (polymer)
PP polypropylene
PTFE polytetrafluoroethylene
PVC poly(vinyl chloride)
5 Sampling and chain of custody
If there is a need to take samples, this is done according to a sampling programme. The first step is to design
a sampling programme. Guidance on this topic is given in ISO 5667-1.
Depending on the sample type and matrix, the instruction found in the relevant part(s) of the ISO 5667 series
and in ISO 19458 should be consulted.
The process of preservation and handling of water samples consists of several steps. During this process,
the responsibility for the samples can change. To ensure the integrity of the samples, all steps involving the
sample shall be documented.
6 Reagents and materials
WARNING — Certain preservatives (e.g. acids, alkalis, formaldehyde) need to be used with caution.
Sampling personnel should be warned of potential dangers and appropriate safety procedures
should be followed.
The following reagents are used for the sample preservation and shall only be prepared in accordance
with individual sampling requirements. All reagents and waters used shall be of at least analytical grade.
Acids referred to in this document are commercially available “concentrated” acids.
All reagents shall be labelled with a “shelf-life” representing the period for which the reagent is suitable for
use, if stored correctly. Any reagents that are unused beyond the shelf-life shall be discarded.
NOTE The shelf-life of reagents is often supplied by the receiving laboratory.
Check reagents periodically, for example, by field blanks, and discard any reagent found to be unsuitable.
For reagents that are unlikely to change over time in the specific conditions, check periodically if storage
and packaging still meet the requirements.
Between on-site visits, reagents shall be stored separately from sample containers and other equipment in a
clean, secure cabinet in order to prevent contamination.
Each sample shall be labelled accordingly, after the addition of the preservative. Otherwise, there is no
visible indication as to which samples have been preserved and which have not.
6.1 Solids
6.1.1 Sodium thiosulfate pentahydrate, Na S O ·5H O, w(Na S O ·5H O) > 99 %.
2 2 3 2 2 2 3 2
6.1.2 Sodium hydroxide, NaOH, w(NaOH) > 99 %.
6.1.3 Sodium tetraborate decahydrate, Na B O ·10H O, w(Na B O ·10H O) > 99 %.
2 4 7 2 2 4 7 2
CAUTION — Sodium tetraborate decahydrate is known to be a reproductive toxin.
6.1.4 Hexamethylenetetramine (hexamine, urotropine), C H N , w(C H N ) > 99 %.
6 12 4 6 12 4
6.1.5 Potassium iodide, KI, w(KI) > 99 %.
6.1.6 Iodine, I w(I ) > 99 %.
2, 2
6.1.7 Sodium acetate, C H NaO , w(C H NaO ) > 99 %.
2 3 2 2 3 2
6.1.8 Ethylenediamine, C H N , w(C H N ) > 99 %.
2 8 2 2 8 2
6.2 Solutions
6.2.1 Zinc acetate solution C H O Zn⋅2H O (100 g/l).
4 6 4 2
Dissolve 10,0 g of zinc acetate dihydrate in approximately 90 ml of water. Dilute to 100 ml with water.
6.2.2 Orthophosphoric acid (ρ ≈ 1,7 g/ml), H PO , w(H PO ) > 85 %, c(H PO ) = 15 mol/l.
3 4 3 4 3 4
6.2.3 Hydrochloric acid (ρ ≈ 1,2 g/ml), HCl, w(HCl) > 36 %, c(HCl) = 12,0 mol/l.
6.2.4 Nitric acid (ρ ≈ 1,42 g/ml), HNO , w(HNO ) > 65 %, c(HNO ) = 15,8 mol/l.
3 3 3
6.2.5 Sulfuric acid (ρ ≈ 1,43 g/ml), H SO , w(H SO ) ≈ 49 %, c(H SO ) ≈ 9 mol/l.
2 4 2 4 2 4
Dilute concentrated sulfuric acid (H SO ), ρ ≈ 1,84 g/ml, w(H SO ) ≈ 98 % 1 + 1 by carefully adding
2 4 2 4
the concentrated acid to an equal volume of water and mix.
WARNING — Adding the concentrated acid to the water can give violent reactions because of an
exothermic reaction.
6.2.6 Sodium hydroxide solution (0,40 g/ml), NaOH.
6.2.7 Formaldehyde solution (formalin), CH O, φ(CH O) = 37 % (freshly prepared).
2 2
WARNING — Beware of formaldehyde vapours. Do not store large numbers of samples in small
working areas.
6.2.8 Disodium salt of ethylenediaminetetraacetic acid (EDTA) (0,025 g/ml), C H N Na O ⋅2H O,
10 14 2 2 8 2
w(C H N Na O ⋅2H O) > 99 %.
10 14 2 2 8 2
Dissolve 25 g EDTA in 1 000 ml of water.
6.2.9 Ethanol, C H OH, φ(C H OH) = 96 %.
2 5 2 5
6.2.10 Acidic Lugol’s solution, 100 g potassium iodide (6.1.5), 50 g iodine (6.1.6) and 100 ml glacial acetic
acid (6.2.16) in 1 000 ml water to pH 2.
6.2.11 Alkaline Lugol’s solution, 100 g potassium iodide (6.1.5), 50 g iodine (6.1.6) and 250 g sodium
acetate (6.1.7) in 1 000 ml water to pH 10.
6.2.12 Neutralized formaldehyde solution, formaldehyde solution (6.2.7) neutralized with sodium
tetraborate (6.1.3) or hexamethylenetetramine (6.1.4). Formalin solution at 100 g/l gives a final solution of
φ(CH O) = 3,7 %.
WARNING — Beware of formaldehyde vapours. Do not store large numbers of samples in small
working areas.
6.2.13 Ethanol preservative solution.
Ethanol (6.2.9), formaldehyde solution (6.2.7) and glycerol (6.2.17) (100 + 2 + 1 parts by volume, respectively).
6.2.14 Sodium hypochlorite, NaOCl, w(NaOCl) = 10 %.
Dissolve 100 g sodium hypochlorite (NaOCl) in 1 000 ml of water.
6.2.15 Potassium iodate, KIO , w(KIO ) = 10 %.
3 3
Dissolve 100 g potassium iodate (KIO ) in 1 000 ml of water.
6.2.16 Glacial acetic acid, C H O , w(C H O ) > 99 %.
2 4 2 2 4 2
6.2.17 Glycerol (glycerin, glycerine), C H (OH) .
3 5 3
6.2.18 Sodium hydrogen sulfate, NaHSO .
6.2.19 Sodium thiosulfate pentahydrate solution, ρ(Na S O ⋅5H O) = 18 mg/ml.
2 2 3 2
6.3 Materials
6.3.1 Container and cap.
The types of containers and caps are specified in Tables A.1 to A.5.
6.3.2 Membrane filter, with pore size 0,40 µm to 0,45 µm.
7 Containers
7.1 Container selection and preparation
The choice of sample container (6.3.1) is of major importance and ISO 5667-1 provides some guidance on this
subject.
Details of the type of container used for the collection and storage of samples are given in Tables A.1 to A.5.
The same considerations given to this selection of suitable container material shall also be given to the
selection of cap liner materials.
For microbiological analyses, clean sterile bottles shall be used. If the water contains an oxidant, stop the
action of the oxidant as soon as the sample is taken by adding a reducing agent. Add a reducing agent such
as sodium thiosulfate to the sample bottles. The theoretical mass of sodium thiosulfate (pentahydrate)
necessary to inactivate 1 mg of chlorine is 7,1 mg. Thus, 0,1 ml of sodium thiosulfate pentahydrate solution
(6.2.19) is added for each 100 ml of bottle capacity. This will inactivate at least 2 mg/l and up to 5 mg/l of
free chlorine residual, depending on inactivation dynamics, which is sufficient for the majority of samples.
In certain circumstances, such as foot baths in swimming pools, disinfection measures (e.g. Legionella
eradication in drinking water distribution systems), higher chlorine concentrations can be found and a
proportionately higher dosage of sodium thiosulfate will be necessary. Sodium thiosulfate is not destroyed
by autoclaving or dry heat.
For other disinfectants, corresponding inactivation measures need to be taken. If inactivation is not possible
or feasible, it has to be reported. Chelating agents have been recommended to protect bacteria from the
toxic action of heavy metals such as copper or zinc. Ethylene dinitrilotetraacetic acid (EDTA) or sodium
nitrilotriacetate (NTA) (Na C H NO ) can be used as a filter-sterilized solution at a final concentration of
3 6 6 6
about 50 mg/l but should only be added when necessary (e.g. water treated with silver or copper). More
information is specified in ISO 19458.
Containers used for microbiological samples shall be tested to ensure sterility. Either by a certificate from
the supplier or in-house control. If disinfection agents have been added, the concentration shall also be
monitored. Guidance on this subject is provided in ISO 19458.
Sample containers shall be made of a material appropriate for preserving the natural properties of both
the sample and the expected range of contaminants. Suitable types of containers for each analyte to be
measured are given in Tables A.1 to A.5.
NOTE For very low concentrations of metals, containers prescribed can be different from those used for higher
concentrations. Details can be found in Table A.1 or in the analytical International Standards.
If the samples are to be frozen, suitable containers, such as polyethylene (PE) or polytetrafluoroethylene
(PTFE), shall be used to prevent breakage.
The use of disposables is preferred due to lower risks of contamination. Some manufacturers supply
containers with a certificate of cleanliness. If such a certificate of cleanliness is supplied, it is not necessary
to clean or rinse the containers before use.
More information on container preparation can be found in Annex B.
7.2 On-site filtration
On-site filtration using a membrane filter (6.3.2) is required in some cases such as:
— if the dissolved metals need to be analysed, then acidify to pH < 2 after filtration;
— if required according to Tables A.1 to A.5, e.g. ammonium, nitrate, nitrite, phosphate, sulfate and silicates.
If experience has shown that no significant amount of particles occur (e.g. in drinking water), the filtration
may be omitted. Those samples shall be colourless and shall have a turbidity <1,5 FNU (formazine
nephelometric unit).
If immediate filtration on site is impossible when required (for instance under freezing weather conditions),
then the reason and the time between sampling and filtration shall be added to the test report.
7.3 Filling the container
Containers (6.3.1) should be filled as prescribed in Tables A.1 to A.5 or in the analytical International
Standard. If there are no instructions regarding the filling of the containers, they should be filled completely,
unless the samples are to be frozen as part of their preservation. In this case, the sample containers shall not
be filled completely in order to prevent breakage which can arise from the expansion of the water sample
during the freezing and thawing process.
For microbiological samples, the filling procedure described in ISO 19458 shall be followed.
If no preservatives are present in the bottle, prerinsing the bottle is advisable. Guidance on prerinsing can
be found in ISO 5667-14.
8 Sample handling and preservation
8.1 General
Waters, particularly surface waters, waste waters and groundwaters, are susceptible to changes as a result
of physical, chemical or hydrobiological reactions which can take place between the time of sampling
and the commencement of analysis. The nature and rate of these reactions are often such that, if precautions
are not taken during sampling, transport and storage (for specific analytes), the concentrations determined
are different to those existing at the time of sampling.
The extent of these changes is dependent on the chemical and biological nature of the sample, its temperature,
its exposure to light, the type of container in which it is placed, the time between sampling and analysis, and
the conditions to which it is subjected, e.g. agitation during transport.
8.2 Sample handling and preservation for physical and chemical analysis
Changes to particular constituents vary both in degree and rate, not only as a function of the type of water,
but also, for the same water type, as a function of seasonal conditions.
These changes are often sufficiently rapid to modify the sample considerably in a short time. In all cases, it
is essential to take precautions to minimize these reactions and, in the case of many analytes, to analyse the
sample with a minimum of delay.
Further specific causes of variation are listed in a) to f).
a) The presence of bacteria, algae and other organisms can consume certain constituents of the samples.
These organisms can also modify the nature of the constituents to produce new constituents.
This hydrobiological activity affects, for example, the concentrations of dissolved oxygen, carbon
dioxide, compounds of nitrogen, phosphorus and, sometimes, silicon.
b) Certain compounds can be oxidized either by dissolved oxygen present in the samples, or by atmospheric
oxygen [e.g. organic compounds, Fe(II) and sulfides].
c) Certain substances can precipitate out of solution [e.g. calcium carbonate, metals and metallic
compounds such as Al(OH) ] or can be lost to the vapour phase (e.g. oxygen, cyanides and mercury).
d) Absorption of carbon dioxide from the air can modify the pH, conductivity and the concentration
of dissolved carbon dioxide. The passage of compounds like ammonia and silicon fluoride through some
types of plastics (see Table A.1) can also affect pH or conductivity.
e) Dissolved metals or metals in a colloidal state, as well as certain organic compounds, can be irreversibly
adsorbed on to the surface of the containers or solid materials in the samples.
f) Polymerized products can depolymerize and, conversely, simple compounds can polymerize.
On-site filtration can be required as a precaution (7.2).
Samples for element analysis that are preserved with acid, can be transported under room temperature.
Details of the sample preservation are given in Tables A.1 and A.2.
8.3 Sample handling and preservation for hydrobiological analysis
The handling of samples for hydrobiological analysis is different from that for samples requiring chemical
analysis. The addition of chemicals to the sample for hydrobiological analysis can be used for fixation
or preservation of the sample. The term “fixation” is defined as the protection of morphological structures,
while the term “preservation” is defined as the protection of organic matter from biochemical or chemical
degradation. Preservatives, by definition, are toxic, and the addition of preservatives can lead to the death of
living organisms. Prior to death, irritation can cause the most delicate organisms, which do not have strong
cell walls, to collapse before fixation is complete. To minimize this effect, it is important that the fixation
agent enters the cell quickly.
IMPORTANT — Acidic Lugol's solutions (6.2.10) can lead to the loss of structures in organisms or to
the loss of small organisms, e.g. some flagellates. An alkaline Lugol's solution (6.2.11) should be used
when silico-flagellates are frequently observed, e.g. during the summer.
The fixing and/or preservation of samples for hydrobiological analysis shall meet the following criteria:
a) the effect of the fixative and/or preservative on the loss of the organism shall be known beforehand;
b) the fixative or preservative shall effectively prevent the biological degradation of organic matter at least
during the storage period of the samples;
c) the fixative, and/or preservative, shall enable the hydrobiological analyte (e.g. organisms or taxonomical
groups) to be assessed during the storage period of the samples.
Details of the sample preservation are given in Table A.3.
8.4 Sample handling and preservation for radiochemical analysis
WARNING — Radioprotection, such as shielding, can be necessary, depending on the activity
of the sample.
There is little difference between the handling of samples for radiochemical analysis and the handling
of samples for physicochemical analysis.
The delay between sampling and measurement has to be consistent with the radioactive half-life of the
radionuclides of interest. The conditions for adequate storage are independent of the radioactive half-life,
but identical to those required for the corresponding stable isotope.
Cooling radiological samples is primarily used to prevent algal growth and biological spoilage. It is not
a necessary preservation step for radiochemical analyses.
Details of the sample preservation are given in Table A.5.
9 Sample transport
Cooling or freezing procedures shall be applied to samples to increase the time period available for transport
and storage (and if required, by Tables A.1 to A.5). When transport takes place, the sampling plan (e.g.
ISO 5667-1) shall consider:
— the time between sampling (end of filling the sample container intended for the laboratory) and start of
transport;
— the transport time;
— the time before further treatment in the laboratory.
The sum of these three periods is limited to the maximum storage times according to Tables A.1 to A.5.
If the maximum storage time cannot be met, then the sampling plan shall be reformulated to allow
these requirements to be accommodated. In case the requirements cannot be met, instructions are given
in ISO/TS 5667-25 to validate the preservation time of specific water samples or sample types.
Containers holding samples shall be protected and sealed during transport in such a way that the samples
do not deteriorate or lose any part of their content. Container packaging shall protect the containers
from possible external contamination, particularly near the opening, and should not itself be a source
of contamination.
Glass containers shall be protected from potential breakage during transport by appropriate packaging.
Samples shall be transported as soon as possible after sampling and with cooling (if necessary, according to
Tables A.1 to A.5).
Laboratory samples for dispatch or transport by third parties and preserved laboratory samples should be
sealed in such manner that the integrity of the sample can be maintained.
During transportation to the laboratory, samples shall be stored in a cooling device capable of maintaining
a temperature of 5 °C ± 3 °C, apart from samples for element analysis that are preserved with acid. The
samples intended for radiochemical analysis can be placed under room temperature. For proper evaluation
of the conditions during transport, a device capable of recording the (maximum) temperature of the air
surrounding the sample can be used. The temperature sensor should then be placed in a small container (e.g.
50 ml to 100 ml) filled with a fluid in order to avoid short time fluctuations in temperature.
Cooling and freezing procedures applied shall be in line with instructions from the analytical laboratory.
Freezing especially requires detailed control of the freezing and thawing process in order to return the
sample to its initial equilibrium after thawing.
Samples should not be in direct contact with the ice packs.
NOTE 1 Devices capable of logging the temperature during the transportation are available.
NOTE 2 For the transport of samples from the field to the laboratory, the preferred fluid for measuring
the temperature is glycerol. If samples are transported in the field (e.g. on large locations), the fluid can also be, for
example, water.
10 Identification of samples
Container labels should withstand wetting, drying and freezing without detaching or becoming illegible.
The labelling system shall be waterproof to allow use on site.
The exact information given in the sampling report and on the sample labels depends on the objectives of the
particular measurement programme. In all cases, an indelible label shall be secured to the sample container.
For each sample, at least the following information shall be available.
— A unique identifier shall be available, traceable to:
— date, time and location of sampling;
— unique sample identification;
— description of sample;
— name of sampling personnel;
— details of sample preservation or fixation used;
— details of sample storage used;
— any information regarding integrity and manipulation of the sample;
— any other information, as necessary.
— A unique identifier, traceable to sample date, location and sample number shall appear on the label of the
sample container.
All other information is supplementary and should be detailed in the sampling report.
11 Sample reception
All relevant information regarding the sample in accordance with Clause 9 shall be recorded.
The laboratory shall receive and check information on sample preservation and sample transport conditions.
If at least one of the conditions is not met, a disclaimer shall be reported along with the results of the sample.
In all cases, and especially when a “chain of custody” process needs to be established, the number of sample
containers received in the laboratory shall be verified against the number of sample containers submitted.
12 Sample storage
The storage duration of the water samples is specific to the analyte(s) to be analysed. Samples should be
stored no longer than the maximum storage period given in Tables A.1 to A.5. The maximum storage time
includes the time between sampling (end of filling the sample container) and start of transport, the time of
transport and the starting time of analysis in the laboratory.
The refrigeration conditions within the laboratory shall be 3 °C ± 2 °C. Samples for microbiological
analysis shall be stored at 5 °C ± 3 °C. Samples for element analysis that are preserved with acid and those
intended for radiochemical analysis can be placed under room temperature. The temperature of samples
frozen for preservation shall be maintained below –18 °C, unless otherwise specified. Exceptions to these
refrigeration conditions are listed in Tables A.1 to A.5.
When thawing frozen samples, it is recommended that each sample container be placed in a separate
secondary container to minimize the risk of liquid loss, should a split become apparent during the thawing
process or a rupture occur during initial freezing and storage. A mild impact can cause splitting of some
plastics at low temperatures.
With respect to thawing, it is recommended that this be done under ambient conditions.
Annex A
(informative)
Techniques for sample preservation
A.1 General
This document and the analytical International Standards listed in this annex are complementary.
In some cases, the alternative preservation techniques listed contradict each other. It is intended that where
an existing analytical International Standard is used, the preservation technique described in that method
applies. However, alternative preservation techniques given in this document can also be appropriate. Where
no preservation method is described in the analytical International Standard, or no analytical International
Standard is used, the technique(s) listed in this document shall be used.
The information presented by line in each table comes from the international reference standard cited in the
first cell of the line and the source column (best practice, validated method, method provided by reference)
applies to the entire line.
NOTE The term 'raw water' is used for groundwater and surface water (usually, for the production of drinking water).
A validation protocol used for validation studies can be found in ISO/TS 5667-25.
A.2 Physicochemical and chemical analysis
The following general remarks should be noted in relation to the use of Tables A.1 and A.2.
— A preservation time of 1 d means that if 24 h is exceeded, this should be stated in the report.
— The types of containers are identical to those in the analytical International Standards. In some cases, the
type of container in the standard is very specific, e.g. PTFE. This is essential when very low concentrations
have to be measured. In other cases, when the specific type of plastic is not important, the term plastics
is sufficient.
A.3 Hydrobiological analysis
The following general remarks should be noted in relation to the use of Table A.3.
— Plastics used for containers in the laboratory are for instance PE, PTFE, PET, PP, PFA and FEP.
— If a preservation period is not specified, it is generally unimportant. The indication “1 month” represents
preservations without particular difficulty.
A.4 Microbiological analysis
ISO 19458 gives more specific information about sampling for microbiological analysis. It is advised to use
ISO 19458 whenever necessary. Table A.4 is extracted from ISO 19458:2006, Annex B.
A.5 Radiochemical analytes and activities
The following general remarks should be noted in relation to the use of Table A.5.
WARNING — Radioprotection, such as shielding, can be necessary, depending on the activity
of the sample.
— Acidification is carried out to avoid algal growth, biological spoilage and adsorption of metal ions to the
inner wall of the sample container.
— Contamination of the sample should be avoided, especially if the sample activity is very low.
Some sample sites can have measurable activity in the soil or air, or in waters other than those being
sampled. Laboratories, as well as some items of domestic equipment, can contain radioactive material.
When sampling precipitation, any special requirements in Table A.5 are additional to those given in
ISO 5667-8. As the collection of sufficient samples can require a period of days, both the starting and
finishing times and dates should be recorded. A record of precipitation collection for the sample station
for the appropriate period should be appended. A stabilizer or carrier may be added if appropriate for the
analytes being measured.
— Plastics used for containers in the laboratory are for instance PE, PTFE, PET, PP, PFA and FEP.
NOTE Some plastic bottles slowly concentrate samples over a period of many months by being very slightly
permeable to water.
Table A.1 — Techniques for sample preservation — Physicochemical and chemical analysis of inorganic analytes
Analyte to be Preservation and storage conditions Maximum Type(s) of
Reference Type of container Source
studied additional to Clauses 8 and 11 storage times water
Fill the sample bottle completely and exclude
[34]
ISO 9963-1:1994
Method not provided Method provided
PE, borosilicate glass air. Analyse preferably immediately after A
by reference by reference
No reference to ISO 5667-3
collection.
[83]
ISO/TS 15923-2:2017
Method not provided Method provided
Method not provided by reference Method not prov
...
Norme
internationale
ISO 5667-3
Sixième édition
Qualité de l'eau —
2024-03
Échantillonnage —
Partie 3:
Conservation et manipulation des
échantillons d'eau
Water quality — Sampling —
Part 3: Preservation and handling of water samples
Numéro de référence
DOCUMENT PROTÉGÉ PAR COPYRIGHT
© ISO 2024
Tous droits réservés. Sauf prescription différente ou nécessité dans le contexte de sa mise en œuvre, aucune partie de cette
publication ne peut être reproduite ni utilisée sous quelque forme que ce soit et par aucun procédé, électronique ou mécanique,
y compris la photocopie, ou la diffusion sur l’internet ou sur un intranet, sans autorisation écrite préalable. Une autorisation peut
être demandée à l’ISO à l’adresse ci-après ou au comité membre de l’ISO dans le pays du demandeur.
ISO copyright office
Case postale 401 • Ch. de Blandonnet 8
CH-1214 Vernier, Genève
Tél.: +41 22 749 01 11
E-mail: copyright@iso.org
Web: www.iso.org
Publié en Suisse
ii
Sommaire Page
Avant-propos .iv
Introduction .vi
1 Domaine d’application . 1
2 Références normatives . 1
3 Termes et définitions . 1
4 Abréviations relatives aux plastiques . 3
5 Échantillonnage et chaîne de traçabilité . 3
6 Réactifs et matériel . 3
6.1 Solides.4
6.2 Solutions .4
6.3 Matériel .5
7 Récipients . 5
7.1 Choix et préparation du récipient .5
7.2 Filtration sur site .6
7.3 Remplissage du récipient .6
8 Manipulation et conservation des échantillons . 7
8.1 Généralités .7
8.2 Manipulation et conservation pour l’analyse physique et chimique .7
8.3 Manipulation et conservation pour l’analyse hydrobiologique .8
8.4 Manipulation et conservation pour l’analyse radiochimique .8
9 Transport des échantillons . 9
10 Identification des échantillons . 9
11 Réception des échantillons .10
12 Stockage des échantillons . 10
Annexe A (informative) Techniques de conservation des échantillons.12
Annexe B (informative) Préparation des récipients . 74
Bibliographie . 76
iii
Avant-propos
L’ISO (Organisation internationale de normalisation) est une fédération mondiale d’organismes nationaux
de normalisation (comités membres de l’ISO). L’élaboration des Normes internationales est en général
confiée aux comités techniques de l’ISO. Chaque comité membre intéressé par une étude a le droit de faire
partie du comité technique créé à cet effet. Les organisations internationales, gouvernementales et non
gouvernementales, en liaison avec l’ISO participent également aux travaux. L’ISO collabore étroitement avec
la Commission électrotechnique internationale (IEC) en ce qui concerne la normalisation électrotechnique.
Les procédures utilisées pour élaborer le présent document et celles destinées à sa mise à jour sont
décrites dans les Directives ISO/IEC, Partie 1. Il convient, en particulier, de prendre note des différents
critères d’approbation requis pour les différents types de documents ISO. Le présent document
a été rédigé conformément aux règles de rédaction données dans les Directives ISO/IEC, Partie 2
(voir www.iso.org/directives).
L’ISO attire l’attention sur le fait que la mise en application du présent document peut entraîner l’utilisation
d’un ou de plusieurs brevets. L’ISO ne prend pas position quant à la preuve, à la validité et à l’applicabilité de tout
droit de propriété revendiqué à cet égard. À la date de publication du présent document, l’ISO n’avait pas reçu
notification qu’un ou plusieurs brevets pouvaient être nécessaires à sa mise en application. Toutefois, il y a lieu
d’avertir les responsables de la mise en application du présent document que des informations plus récentes
sont susceptibles de figurer dans la base de données de brevets, disponible à l’adresse www.iso.org/brevets.
L’ISO ne saurait être tenue pour responsable de ne pas avoir identifié de tels droits de brevet.
Les appellations commerciales éventuellement mentionnées dans le présent document sont données pour
information, par souci de commodité, à l’intention des utilisateurs et ne sauraient constituer un engagement.
Pour une explication de la nature volontaire des normes, la signification des termes et expressions
spécifiques de l’ISO liés à l’évaluation de la conformité, ou pour toute information au sujet de l’adhésion de
l’ISO aux principes de l’Organisation mondiale du commerce (OMC) concernant les obstacles techniques au
commerce (OTC), voir www.iso.org/avant-propos.
Le présent document a été élaboré par le comité technique ISO/TC 147, Qualité de l’eau, sous-comité SC 6,
Échantillonnage (méthodes générales), en collaboration avec le comité technique CEN/TC 230, Analyse de
l’eau, du Comité européen de normalisation (CEN), conformément à l’Accord de coopération technique entre
l’ISO et le CEN (Accord de Vienne).
Cette sixième édition annule et remplace la cinquième édition (ISO 5667-3:2018), qui a fait l’objet d’une
révision technique.
Les principales modifications sont les suivantes :
— ajout de l’ISO/TS 5667-25 à titre de référence ;
— ajout d’un logigramme concernant la conservation et le stockage des échantillons d’eau ;
— mise à jour des références dans le Tableau A.1 ;
— ajout de références dans les Tableaux A.2 et A.3 ;
— division du précédent Tableau A.1 en deux tableaux, un nouveau Tableau A.1 portant sur les analytes
inorganiques et un Tableau A.2 portant sur les analytes organiques ;
— ajout du Tableau A.4 portant sur l’analyse microbiologique ;
— ajout de types d’eau dans les Tableaux A.1 à A.5 ;
— explication des termes ajoutés utilisés dans les Tableaux A.1 à A.5.
Une liste de toutes les parties de la série ISO 5667 se trouve sur le site web de l’ISO.
iv
Il convient que l’utilisateur adresse tout retour d’information ou toute question concernant le présent
document à l’organisme national de normalisation de son pays. Une liste exhaustive desdits organismes se
trouve à l’adresse www.iso.org/fr/members.html.
v
Introduction
Le présent document est destiné à être utilisé conjointement avec l’ISO 5667-1 qui traite de la conception des
programmes d’échantillonnage et des techniques d’échantillonnage.
Le présent document a été aligné sur les normes actuelles lorsque cela était possible. Lorsque de nouveaux
résultats de recherche ou de validation ont ouvert de nouvelles perspectives, les connaissances les plus
récentes ont été utilisées.
Des recommandations relatives aux protocoles de validation peuvent être obtenues dans l’ISO/TS 5667-25 et
[87]
l’ISO 17034 .
Les Tableaux A.1 à A.5 fournissent les durées ou les conditions de conservation validées, ainsi que les
descriptions de pratique recommandée. Les Tableaux A.1 à A.5 intègrent également, pour chaque analyte,
des références disponibles à la date de publication du présent document (c’est-à-dire l’ISO 5667-3:2024).
Toutefois, il ne s’agit pas d’une liste exhaustive. D’autres méthodes de conservation peuvent être utilisées si
elles ont été validées. Par contre, pour une méthode dont les données de validation ne sont pas disponibles,
il est vivement conseillé de respecter les durées de conservation des méthodes d’essai ISO correspondant à
l’analyte qui sont répertoriées dans les Tableaux A.1 à A.5. Si plusieurs durées de stockage sont indiquées
dans les Tableaux A.1 à A.5, l’ordre de préférence est le suivant :
— méthode validée ;
— méthode indiquée par une référence ;
— pratique recommandée.
Il convient d’envisager les conditions de conservation et de stockage et les durées maximales de stockage
répertoriées par analyte dans les Tableaux A.1 à A.5 comme des conditions par défaut à appliquer en
l’absence d’autres informations.
Toutefois, l’utilisation de conditions de conservation et de stockage et de durées maximales de stockage
différentes de celles indiquées dans les Tableaux A.1 à A.5 est jugée acceptable, si le laboratoire qui les
utilise a soumis à validation et validé ces techniques de conservation et durées de stockage, par rapport
aux circonstances et matrices particulières, et qu’il peut en apporter la preuve. Une norme nationale peut
contenir des informations sur la conservation.
Le présent document et les références d’analyse associées peuvent être utilisés conformément au logigramme
présenté sur la Figure 1.
vi
AVERTISSEMENT — « Méthode indiquée par une référence » et « méthode validée » peuvent faire
référence à des normes et méthodes antérieures et par conséquent ne pas concorder avec l’ISO/
TS 5667-25. Une personne qualifiée et expérimentée peut apprécier cette information.
Figure 1 — Logigramme concernant la sélection d'une méthode pour la conservation et le stockage
des échantillons d’eau
L’attention est appelée sur le fait que l’ISO/TS 5667-25 donne des lignes directrices sur la façon de valider de
nouvelles durées de stockage ou méthodes de conservation et décrit en détail les techniques de validation.
vii
Norme internationale ISO 5667-3:2024(fr)
Qualité de l'eau — Échantillonnage —
Partie 3:
Conservation et manipulation des échantillons d'eau
1 Domaine d’application
Le présent document spécifie les exigences générales relatives à l’échantillonnage, à la conservation,
à la manipulation, au transport et au stockage de tous les échantillons d’eau destinés à des analyses
physico-chimiques, chimiques, hydrobiologiques et microbiologiques et à des quantifications d’analytes
radiochimiques et d’activités.
Des recommandations relatives à la validation de durées de stockage des échantillons d’eau sont données
dans l’ISO/TS 5667-25.
Le présent document ne s’applique pas aux échantillons d’eau destinés à des essais écotoxicologiques ou à
des essais biologiques (qui sont couverts par l’ISO 5667-16), à l’échantillonnage passif (qui est couvert par
l’ISO 5667-23), ni aux microplastiques (qui sont couverts par l’ISO 5667-27).
Le présent document s’applique en particulier chaque fois qu’un échantillon ne peut être analysé sur site et
doit être transporté vers un laboratoire pour analyse.
2 Références normatives
Les documents suivants sont cités dans le texte de sorte qu’ils constituent, pour tout ou partie de leur
contenu, des exigences du présent document. Pour les références datées, seule l’édition citée s’applique. Pour
les références non datées, la dernière édition du document de référence s’applique (y compris les éventuels
amendements).
ISO 19458:2006, Qualité de l’eau — Échantillonnage pour analyse microbiologique
3 Termes et définitions
Pour les besoins du présent document, les termes et définitions suivants s’appliquent.
L’ISO et l’IEC tiennent à jour des bases de données terminologiques destinées à être utilisées en normalisation,
consultables aux adresses suivantes :
— ISO Online browsing platform : disponible à l’adresse https:// www .iso .org/ obp
— IEC Electropedia : disponible à l’adresse https:// www .electropedia .org/
3.1
pratique recommandée
méthode fondée sur un consensus ou un usage général et qui peut être citée dans la littérature
Note 1 à l'article: Compte tenu des différences de conditions et de circonstances et compte tenu de l’impossibilité
de valider tous les paramètres d’une méthode, technique ou procédure validée (3.7), une méthode de pratique
recommandée sur la base des propriétés correspondantes d’un paramètre validé peut être utilisée.
3.2
intégrité
état d’un échantillon stocké dans un récipient dont le ou les paramètres étudiés, les informations ou la
propriété n’ont pas été altérés ou perdus d’une manière non autorisée et qui est toujours représentatif
3.3
méthode indiquée par une référence
procédure ou technique de conservation d’échantillons issue de la référence à laquelle elle se rapporte
Note 1 à l'article: Il n’est pas toujours facile de savoir si la procédure de conservation indiquée par une référence
correspond à une méthode validée (3.7), s’il s’agit d’une pratique recommandée (3.1) ou de savoir quelle procédure a
été utilisée pour sa détermination ou sa validation. Les informations concernant la matrice, si elles sont disponibles,
prévalent.
3.4
conservation d’un échantillon
procédure visant à stabiliser un échantillon, c’est-à-dire à stabiliser les propriétés à étudier, depuis l’étape
du prélèvement jusqu’à celle de la préparation pour analyse
Note 1 à l'article: Différents analytes peuvent nécessiter plusieurs échantillons provenant de la même source qui sont
stabilisés par différentes procédures.
[SOURCE: ISO 11074:2015, 4.4.20, modifié — La Note 1 à l’article a été ajoutée.]
3.5
stockage d’un échantillon
processus, et son résultat, consistant à garder un échantillon disponible dans des conditions prédéfinies, en
général pour un laps de temps déterminé, entre le prélèvement et le traitement de cet échantillon
Note 1 à l'article: Le temps déterminé est le laps de temps maximal.
[SOURCE: ISO 11074:2015, 4.4.22, modifié — La Note 1 à l’article a été ajoutée ; « échantillon de sol » a été
remplacé par « échantillon ».]
3.6
durée de stockage
période entre le remplissage du récipient et le traitement ultérieur de l’échantillon au laboratoire,
si l’échantillon est conservé dans des conditions prédéfinies
Note 1 à l'article: L’échantillonnage prend fin dès que le récipient a été rempli avec l’échantillon. La durée de stockage
prend fin lorsque l’échantillon est prélevé par l’analyste pour commencer la préparation de l’échantillon avant l’analyse.
Note 2 à l'article: Pour la plupart des analytes, le traitement ultérieur est une extraction au solvant ou une
minéralisation à l’acide. Les étapes initiales de préparation de l’échantillon peuvent être des étapes complémentaires
aux conditions de stockage visant à stabiliser les concentrations en analytes.
3.7
méthode validée
méthode dont la validité ou la justesse a été vérifiée par vérification ou qualification vis-à-vis d’un certain
nombre d’exigences prédéfinies
Note 1 à l'article: Une méthode validée indique que la méthode de conservation est en mesure de délivrer les résultats
attendus avec un degré d’incertitude acceptable pour le paramètre ou le groupe de paramètres et le type d’eau.
4 Abréviations relatives aux plastiques
FEP perfluoro(éthylène/propylène)
PE polyéthylène
PEHD polyéthylène haute densité
PET polyéthylène téréphtalate
PFA perfluoroalkoxy (polymère)
PP polypropylène
PTFE polytétrafluoroéthylène
PVC polychlorure de vinyle
5 Échantillonnage et chaîne de traçabilité
Lorsqu’il est nécessaire de prélever des échantillons, cette opération est réalisée conformément à un
programme d’échantillonnage. La première étape consiste à concevoir un programme d’échantillonnage.
Des recommandations relatives à cet aspect sont données dans l’ISO 5667-1.
Selon le type et la matrice de l’échantillon, il convient de consulter les instructions fournies dans la ou les
parties concernées de la série ISO 5667 et dans l’ISO 19458.
Le processus de conservation et de manipulation des échantillons d’eau comporte plusieurs étapes. Durant
ce processus, la responsabilité des échantillons peut changer. Pour assurer l’intégrité des échantillons,
toutes les étapes impliquant l’échantillon doivent être documentées.
6 Réactifs et matériel
AVERTISSEMENT — Certains conservateurs (par exemple les acides, les bases, le formaldéhyde)
doivent être utilisés avec précaution. Il convient que le personnel réalisant l’échantillonnage soit
averti des dangers potentiels et que des procédures de sécurité appropriées soient suivies.
Les réactifs suivants sont utilisés pour la conservation des échantillons. Ils doivent être préparés
conformément aux exigences relatives aux échantillonnages individuels. Tous les réactifs et eaux utilisés
doivent être au minimum de qualité analytique. Les acides auxquels il est fait référence dans le présent
document sont des acides « concentrés » disponibles sur le marché.
Tous les réactifs doivent porter une étiquette indiquant leur « date de péremption » correspondant à la
période pendant laquelle le réactif est utilisable, dans la mesure où il est stocké correctement. Tout réactif
qui n’a pas été utilisé avant sa date de péremption doit être jeté.
NOTE La date de péremption des réactifs est habituellement fournie par le laboratoire de réception.
Vérifier périodiquement les réactifs, par exemple par des blancs de terrain, et écarter tout réactif jugé
impropre. Pour les réactifs qui ne sont pas susceptibles d’évoluer avec le temps dans les conditions
spécifiques, vérifier périodiquement que le stockage et l’emballage satisfont toujours aux exigences.
Entre les visites sur site, les réactifs doivent être stockés séparément des récipients pour échantillons et des
autres équipements, dans des armoires propres et sûres, afin d’empêcher toute contamination.
Après avoir ajouté le conservateur, chaque échantillon doit être étiqueté en conséquence. Sinon, il n’y a aucun
signe visible indiquant qu’un échantillon a été stabilisé ou non.
6.1 Solides
6.1.1 Thiosulfate de sodium pentahydraté, Na S O ·5H O, w(Na S O ·5H O) > 99 %.
2 2 3 2 2 2 3 2
6.1.2 Hydroxyde de sodium, NaOH, w(NaOH) > 99 %.
6.1.3 Tétraborate de sodium décahydraté, Na B O ·10H O, w(Na B O ·10H O) > 99 %.
2 4 7 2 2 4 7 2
ATTENTION — Le tétraborate de sodium décahydraté est connu pour être une toxine reprotoxique.
6.1.4 Hexaméthylènetétramine (hexamine, urotropine), C H N , w(C H N ) > 99 %.
6 12 4 6 12 4
6.1.5 Iodure de potassium, KI, w(KI) > 99 %.
6.1.6 Iode, I w(I ) > 99 %.
2, 2
6.1.7 Acétate de sodium, C H NaO , w(C H NaO ) > 99 %.
2 3 2 2 3 2
6.1.8 Éthylènediamine, C H N , w(C H N ) > 99 %.
2 8 2 2 8 2
6.2 Solutions
6.2.1 Solution d’acétate de zinc, C H O Zn⋅2H O (100 g/l).
4 6 4 2
Dissoudre 10,0 g d’acétate de zinc dihydraté dans approximativement 90 ml d’eau. Compléter avec de l’eau
jusqu’à 100 ml.
6.2.2 Acide orthophosphorique (ρ ≈ 1,7 g/ml), H PO , w(H PO ) > 85 %, c(H PO ) = 15 mol/l.
3 4 3 4 3 4
6.2.3 Acide chlorhydrique (ρ ≈ 1,2 g/ml), HCl, w(HCl) > 36 %, c(HCl) = 12,0 mol/l.
6.2.4 Acide nitrique (ρ ≈ 1,42 g/ml), HNO , w(HNO ) > 65 %, c(HNO ) = 15,8 mol/l.
3 3 3
6.2.5 Acide sulfurique (ρ ≈ 1,43 g/ml), H SO , w(H SO ) ≈ 49 %, c(H SO ) ≈ 9 mol/l.
2 4 2 4 2 4
Diluer de l’acide sulfurique concentré (H SO ), ρ ≈ 1,84 g/ml, w(H SO ) ≈ 98 % à 1 + 1. Pour cela, ajouter avec
2 4 2 4
précaution à un certain volume d’eau un volume égal d’acide concentré et homogénéiser.
AVERTISSEMENT — L’ajout de l’acide concentré à l’eau peut provoquer des réactions violentes du fait
d’une réaction exothermique.
6.2.6 Solution d’hydroxyde de sodium (0,40 g/ml), NaOH.
6.2.7 Solution de formaldéhyde (formol), CH O, φ(CH O) = 37 % (préparée extemporanément).
2 2
AVERTISSEMENT — Prendre garde aux vapeurs de formaldéhyde. Ne pas stocker un grand nombre
d’échantillons dans une petite zone de travail.
6.2.8 Solution aqueuse de sel disodique d’acide éthylène diamine tétraacétique (EDTA) (0,025 g/
ml), C H N Na O ⋅2H O, w(C H N Na O ⋅2H O) > 99 %.
10 14 2 2 8 2 10 14 2 2 8 2
Dissoudre 25 g d’EDTA dans 1 000 ml d’eau.
6.2.9 Éthanol C H OH, φ(C H OH) = 96 %.
2 5 2 5
6.2.10 Solution acide de Lugol, 100 g d’iodure de potassium (6.1.5), 50 g d’iode (6.1.6) et 100 ml d’acide
acétique glacial (6.2.16) dans 1 000 ml d’eau, de pH 2.
6.2.11 Solution alcaline de Lugol, 100 g d’iodure de potassium (6.1.5), 50 g d’iode (6.1.6) et 250 g d’acétate
de sodium (6.1.7) dans 1 000 ml d’eau, de pH 10.
6.2.12 Solution de formaldéhyde neutralisé, solution de formaldéhyde (6.2.7) neutralisé au tétraborate
de sodium (6.1.3) ou à l’hexaméthylènetétramine (6.1.4). Une solution de formol à 100 g/l donne une solution
finale de φ(CH O) = 3,7 %.
AVERTISSEMENT — Prendre garde aux vapeurs de formaldéhyde. Ne pas stocker un grand nombre
d’échantillons dans une petite zone de travail.
6.2.13 Solution de conservation à l’éthanol.
Éthanol (6.2.9), solution de formaldéhyde (6.2.7) et glycérol (6.2.17) dans les proportions de 100 + 2 + 1 (en
volume) respectivement.
6.2.14 Hypochlorite de sodium, NaOCl, w(NaOCl) = 10 %.
Dissoudre 100 g d’hypochlorite de sodium (NaOCl) dans 1 000 ml d’eau.
6.2.15 Iodate de potassium, KIO , w(KIO ) = 10 %.
3 3
Dissoudre 100 g d’iodate de potassium (KIO ) dans 1 000 ml d’eau.
6.2.16 Acide acétique glacial, C H O , w(C H O ) > 99 %.
2 4 2 2 4 2
6.2.17 Glycérol (glycérine), C H (OH) .
3 5 3
6.2.18 Hydrogénosulfate de sodium, NaHSO .
6.2.19 Solution de thiosulfate de sodium pentahydraté, ρ(Na S O ⋅5H O) = 18 mg/ml.
2 2 3 2
6.3 Matériel
6.3.1 Récipient et bouchon. Les types de récipients et de bouchons sont spécifiés dans les Tableaux A.1 à A.5.
6.3.2 Membrane filtrante, d’une porosité allant de 0,40 µm à 0,45 µm.
7 Récipients
7.1 Choix et préparation du récipient
Le choix du récipient (6.3.1) est d’une importance capitale et l’ISO 5667-1 donne des recommandations à ce sujet.
Les Tableaux A.1 à A.5 détaillent le type de récipient utilisé pour le prélèvement et la conservation des
échantillons. Les mêmes considérations relatives au choix d’un matériau approprié pour le récipient doivent
être appliquées au choix des matériaux des couvercles.
Pour les analyses microbiologiques, des flacons propres stériles doivent être utilisés. Si l’eau contient un
oxydant, interrompre l’action de l’oxydant dès que l’échantillon est prélevé en ajoutant un agent réducteur.
Ajouter un agent réducteur tel que du thiosulfate de sodium dans les flacons de prélèvement. La masse
théorique de thiosulfate de sodium (pentahydraté) nécessaire pour neutraliser 1 mg de chlore est
de 7,1 mg. En conséquence, 0,1 ml de solution de thiosulfate de sodium pentahydraté (6.2.19) est ajouté pour
chaque 100 ml contenu dans le flacon. Cela neutralisera au minimum 2 mg/l et jusqu’à 5 mg/l de chlore libre
résiduel, en fonction de la dynamique de neutralisation, ce qui est suffisant pour la majorité des échantillons.
Dans certaines circonstances, telles que pour les pédiluves des piscines ou en cas de mesures de désinfection
(par exemple, l’éradication des Legionella dans les réseaux de distribution d’eau potable), les concentrations
de chlore peuvent être supérieures, auquel cas un dosage proportionnellement plus élevé de thiosulfate
de sodium sera nécessaire. Le thiosulfate de sodium n’est pas détruit par le passage à l’autoclave ni par la
chaleur sèche.
Pour les autres désinfectants, des mesures de neutralisation correspondantes doivent être prises.
Si la neutralisation n’est pas possible ou réalisable, cela doit être consigné dans le rapport. Des agents
chélatants ont été recommandés pour protéger les bactéries contre l’action toxique des métaux lourds tels
que le cuivre ou le zinc. L’acide éthylène diamine tétraacétique (EDTA) ou le nitrilotriacétate de sodium
(NTA) (Na C H NO ) peuvent être utilisés en solution stérilisée par filtration à une concentration finale
3 6 6 6
d’environ 50 mg/l, mais il convient de n’en ajouter qu’en cas de nécessité (par exemple, eau traitée à l’argent
ou au cuivre). De plus amples informations sont spécifiées dans l’ISO 19458.
La stérilité des récipients utilisés pour les échantillons microbiologiques doit être garantie soit par
un certificat du fournisseur, soit par un contrôle interne. Si des agents de désinfection ont été ajoutés,
la concentration doit également être surveillée. Des recommandations à ce sujet sont fournies dans
l’ISO 19458.
Les récipients pour échantillon doivent être constitués d’un matériau approprié pour la préservation des
propriétés naturelles de l’échantillon et de la gamme de contaminants attendue. Les types de récipients
adaptés à chaque analyte à mesurer sont indiqués dans les Tableaux A.1 à A.5.
NOTE Pour les très faibles concentrations en métaux, les récipients spécifiés peuvent être différents de ceux
utilisés pour les concentrations plus élevées. Des précisions peuvent être obtenues dans le Tableau A.1 ou dans les
Normes internationales d’analyse.
Si les échantillons doivent être congelés, des récipients adaptés, par exemple en polyéthylène (PE) ou en
polytétrafluoroéthylène (PTFE), doivent être utilisés pour éviter toute casse.
L’emploi de matériel à usage unique est préférable car les risques de contamination sont plus faibles. Certains
fabricants fournissent des récipients accompagnés d’une garantie de propreté. Si un tel certificat de propreté
est fourni, il n’est pas nécessaire de nettoyer ou de rincer les récipients avant l’usage.
De plus amples informations sur la préparation des récipients peuvent être obtenues à l’Annexe B.
7.2 Filtration sur site
Une filtration sur site à l’aide d’une membrane filtrante (6.3.2) est nécessaire dans certains cas tels que :
— si les métaux dissous doivent être analysés, auquel cas acidifier à un pH < 2 après filtration ;
— si cela est exigé conformément aux Tableaux A.1 à A.5, par exemple pour ammonium, nitrate, nitrite,
phosphate, sulfate et silicates.
Si l’expérience a montré l’absence de quantité significative de particules (par exemple, dans l’eau de boisson),
la filtration peut être omise. Ces échantillons doivent être incolores et présenter une turbidité < 1,5 FNU
(unité néphélométrique formazine).
Si la filtration immédiate sur site est exigée mais impossible (par exemple, conditions météorologiques de
gel), alors le motif et le laps de temps qui s’est écoulé entre l’échantillonnage et la filtration doivent être
consignés dans le rapport d’essai.
7.3 Remplissage du récipient
Il convient de remplir les récipients (6.3.1) conformément aux prescriptions indiquées dans les Tableaux A.1
à A.5 ou dans la Norme internationale d’analyse. En l’absence d’instructions concernant le remplissage des
récipients, il convient de les remplir entièrement, sauf si les échantillons sont destinés à être congelés afin
de les conserver. Dans ce cas, les récipients ne doivent pas être entièrement remplis afin d’éviter qu’ils ne
se brisent, ce qui peut se produire à cause de la dilatation de l’échantillon d’eau durant la procédure de
congélation-décongélation.
Pour les échantillons microbiologiques, le mode opératoire de remplissage décrit dans l’ISO 19458 doit être suivi.
Si aucun agent de conservation n’est présent dans le flacon, il est conseillé de rincer le flacon au préalable.
Des recommandations relatives au pré-rinçage peuvent être obtenues dans l’ISO 5667-14.
8 Manipulation et conservation des échantillons
8.1 Généralités
Toutes les eaux, en particulier les eaux de surface, les eaux résiduaires et les eaux souterraines,
sont susceptibles de se modifier par suite de réactions physiques, chimiques ou hydrobiologiques qui peuvent
avoir lieu entre l’instant du prélèvement et le début de l’analyse. La nature et l’intensité de ces réactions sont
souvent telles que, si les précautions nécessaires ne sont pas prises pendant l’échantillonnage, le transport et
le stockage (pour des analytes spécifiques), les concentrations déterminées seront différentes de ce qu’elles
étaient au moment du prélèvement.
L’importance de ces modifications dépend de la nature chimique et biologique de l’échantillon,
de sa température, de son exposition à la lumière, du type de récipient, du temps qui sépare le prélèvement
de l’analyse, et des conditions auxquelles il est soumis, par exemple l’agitation au cours du transport.
8.2 Manipulation et conservation pour l’analyse physique et chimique
Il s’ensuit que les variations relatives à un constituant donné sont plus ou moins importantes et rapides, non
seulement en fonction des types d’eaux, mais aussi, pour un même type d’eau, en fonction des conditions
saisonnières.
Ces changements sont souvent suffisamment rapides pour altérer considérablement l’échantillon sur une
courte période. Il est donc indispensable de prendre, dans tous les cas, les précautions nécessaires pour
que ces réactions soient les plus faibles possible et, dans le cas de la détermination de nombreux analytes,
d’analyser l’échantillon le plus rapidement possible.
D’autres causes spécifiques de variations existent et sont énumérées de a) à f) :
a) Les bactéries, algues et autres organismes éventuellement présents peuvent consommer certains
constituants des échantillons. Ces organismes peuvent aussi modifier la nature des constituants et
donner ainsi naissance à de nouveaux constituants. Cette activité hydrobiologique biaise, par exemple,
les teneurs en oxygène dissous, en dioxyde de carbone dissous, en composés azotés, phosphorés et
parfois en silicium.
b) Certains composés peuvent être oxydés par l’oxygène dissous présent dans les échantillons ou par
l’oxygène de l’air [par exemple les composés organiques, le Fer(II) et les sulfures].
c) Certaines substances peuvent quitter la phase dissoute par précipitation [par exemple le carbonate de
calcium, les métaux ou les composés métalliques tels que Al(OH) ] ou s’échapper des échantillons par
évaporation (par exemple l’oxygène, les cyanures et le mercure).
d) L’absorption du dioxyde de carbone de l’air peut modifier le pH, la conductivité et la teneur en dioxyde
de carbone dissous. Le transfert de composés tels que l’ammoniac et le fluorure de silicium à travers
certains types de matières plastiques (voir Tableau A.1) peut également avoir une incidence sur le pH ou
la conductivité.
e) Les métaux dissous ou à l’état colloïdal, ainsi que certains composés organiques, peuvent être adsorbés
de façon irréversible à la surface des récipients ou des matières solides contenues dans les échantillons.
f) Les produits polymérisés peuvent se dépolymériser et, inversement, les composés simples peuvent se
polymériser.
La filtration sur site peut être exigée par précaution (7.2).
Les échantillons destinés à une analyse élémentaire qui sont conservés avec de l’acide peuvent être
transportés à température ambiante.
Les informations détaillées relatives à la conservation des échantillons sont données dans les Tableaux A.1 et A.2.
8.3 Manipulation et conservation pour l’analyse hydrobiologique
La manipulation des échantillons destinés à une analyse hydrobiologique est différente de celle des
échantillons nécessitant une analyse chimique. Des produits chimiques peuvent être ajoutés aux échantillons
destinés à une analyse hydrobiologique pour la fixation ou la conservation de ces derniers. Le terme
« fixation » fait référence à la protection des structures morphologiques, alors que le terme « conservation »
fait référence à la protection de la matière organique contre les dégradations biochimiques ou chimiques.
Par définition, les conservateurs (ou agents de conservation) sont toxiques, et leur ajout peut entraîner
la mort des organismes vivants. Du fait de cette agression, les organismes les plus fragiles, dépourvus de
parois cellulaires robustes, peuvent se rompre avant que la fixation ne soit achevée. Afin de réduire cet effet,
il est important que l’agent de fixation pénètre rapidement dans la cellule.
IMPORTANT — Une solution acide de Lugol (6.2.10) peut détruire les structures des organismes ou
les petits organismes (par exemple certains flagellés). Il convient d’utiliser une solution alcaline de
Lugol (6.2.11) lorsque des silico-flagellés sont fréquemment observés, par exemple en été.
La fixation et/ou la conservation des échantillons destinés à une analyse hydrobiologique doivent remplir
les critères suivants :
a) l’effet du fixateur et/ou du conservateur sur la destruction des organismes doit être connu à l’avance ;
b) le fixateur ou le conservateur doit empêcher efficacement la dégradation biologique de la matière
organique au moins pendant la période de stockage des échantillons ;
c) le fixateur et/ou le conservateur doivent permettre une étude convenable de la substance hydrobiologique
à analyser (par exemple des groupes taxonomiques ou des organismes) pendant la période de stockage
des échantillons.
Les informations détaillées relatives à la conservation des échantillons sont données dans le Tableau A.3.
8.4 Manipulation et conservation pour l’analyse radiochimique
AVERTISSEMENT — Des moyens de radioprotection, tels qu’un blindage, peuvent être nécessaires,
selon l’activité de l’échantillon.
La manipulation d’échantillons destinés à une analyse radiochimique est peu différente de celle d’échantillons
destinés à une analyse physico-chimique.
Le délai entre l’échantillonnage et le mesurage doit dépendre de la durée de demi-vie radioactive des
radionucléides concernés. Les conditions de stockage adéquates sont indépendantes de la durée de demi-vie
radioactive mais identiques à celles exigées pour l’isotope stable correspondant.
Le refroidissement d’échantillons radiologiques est en premier lieu utilisé pour éviter la formation d’algues
et la détérioration biologique. Il ne s’agit pas d’un élément de conservation nécessaire aux analyses
radiochimiques.
Les informations détaillées relatives à la conservation des échantillons sont données dans le Tableau A.5.
9 Transport des échantillons
Les procédures de réfrigération ou de congélation doivent être appliquées aux échantillons pour augmenter
le temps disponible pour le transport et le stockage (et lorsque cela est exigé dans les Tableaux A.1 à A.5).
Lorsqu’un transport a lieu, la stratégie d’échantillonnage (par exemple ISO 5667-1) doit tenir compte :
— du temps entre l’échantillonnage (fin du remplissage du récipient destiné au laboratoire) et le début du
transport ;
— de la durée du transport ;
— du laps de temps avant le traitement ultérieur au laboratoire.
La somme de ces trois périodes est limitée par les durées maximales de stockage conformément aux
Tableaux A.1 à A.5.
Si la durée maximale de stockage ne peut être tenue, la stratégie d’échantillonnage doit être reformulée pour
permettre de respecter ces exigences. Si les exigences ne peuvent pas être respectées, des instructions sont
données dans l’ISO/TS 5667-25 pour valider la durée de conservation des échantillons d’eau ou des types
d’échantillons donnés.
Les récipients contenant les échantillons doivent être protégés et bouchés de sorte que les échantillons ne
se détériorent pas ou qu’ils ne perdent aucun de leurs constituants durant le transport. L’emballage des
récipients doit les protéger contre toute contamination extérieure éventuelle, notamment près de l’ouverture
du récipient, et il convient qu’il ne soit pas lui-même une source de contamination.
Les récipients en verre doivent être protégés des risques de bris durant le transport au moyen d’un
emballage approprié. Les échantillons doivent être transportés le plus tôt possible après l’échantillonnage et
être réfrigérés (si nécessaire, conformément aux Tableaux A.1 à A.5).
Il convient que les échantillons pour laboratoire destinés à être acheminés ou transportés par des tierces
parties, ainsi que les échantillons de laboratoire conservés, soient scellés de manière à pouvoir préserver
leur intégrité.
Pendant le transport jusqu’au laboratoire, les échantillons doivent être stockés dans un dispositif de
réfrigération permettant de maintenir une température de (5 ± 3) °C, à l’exception des échantillons destinés
à une analyse élémentaire qui sont conservés avec de l’acide et les échantillons destinés à une analyse
radiochimique qui peuvent être stockés à température ambiante. Pour une évaluation appropriée des
conditions durant le transport, un dispositif permettant d’enregistrer la température (maximale) de l’air
entourant l’échantillon peut être utilisé. Il convient alors de positionner le capteur de température dans un
petit récipient (par exemple de 50 ml à 100 ml de volume) rempli d’un fluide afin d’éviter de relever les
brèves fluctuations de température.
Les méthodes de réfrigération et de congélation appliquées doivent être conformes aux instructions données
par le laboratoire d’analyse. La congélation en particulier nécessite un contrôle détaillé des modalités de
congélation et de décongélation pour que l’échantillon retrouve son équilibre initial après la décongélation.
Il convient que les échantillons ne soient pas en contact direct avec les blocs réfrigérants.
NOTE 1 Des dispositifs capables d’enregistrer la température de l’air pendant le transport sont disponibles.
NOTE 2 Pour le transport d’échantillons du site jusqu’au laboratoire, le fluide conseillé pour mesurer la température
est le glycérol. Si les échantillons sont transportés au sein du site (par exemple, au sein d’un site vaste), le fluide peut
également être de l’eau, par exemple.
10 Identification des échantillons
Il convient que les étiquettes apposées sur les récipients résistent à l’humidité, au séchage et à la réfrigération,
sans se détacher, ni devenir illisibles. Le système d’étiquetage doit être étanche pour permettre son
utilisation sur site.
Les informations exactes fournies dans le rapport d’échantillonnage et sur les étiquettes dépendent des
objectifs du programme de mesure concerné. Dans tous les cas, une étiquette indélébile doit être apposée
sur le récipient.
Pour chaque échantillon, les informations suivantes au minimum doivent être fournies :
— un identifiant unique doit être disponible, pouvant être relié aux éléments suivants :
— la date, l’heure et le lieu de l’échantillonnage ;
— une identification unique de l’échantillon ;
— la description de l’échantillon ;
— le nom de l’opérateur ayant réalisé l’échantillonnage ;
— les détails relatifs à la conservation ou à la fixation utilisée ;
— les détails relatifs au stockage utilisé pour l’échantillon ;
— toutes les informations relatives à l’intégrité et à la manipulation de l’échantillon ;
— toutes les autres informations nécessaires ;
— un identifiant unique pouvant être relié à la date, au lieu de l’échantillonnage et au numéro de l’échantillon
doit figurer sur l’étiquette apposée sur le récipient.
Toutes les autres informations sont complémentaires, et il convient de les consigner dans le rapport
d’échantillonnage.
11 Réception des échantillons
Toutes les informations pertinentes concernant l’échantillon conformément à l’Article 9 doivent être
consignées.
Le laboratoire doit réceptionner et vérifier les informations relatives aux conditions de conservation
et de transport de l’échantillon. Si au moins l’une des conditions n’est pas respectée, une clause de
non-responsabilité doit accompagner les résultats de l’échantillon dans le rapport.
Dans tous les cas, et particulièrement lorsqu’une traçabilité doit être établie, il doit être vérifié que le nombre
de récipients reçus au laboratoire correspond au nombre de récipients fournis pour chaque échantillon.
12 Stockage des échantillons
La durée de stockage des échantillons d’eau est propre à l’analyte ou aux analytes concernés. Il convient de
ne pas dépasser la durée maximale de stockage des échantillons ind
...
Questions, Comments and Discussion
Ask us and Technical Secretary will try to provide an answer. You can facilitate discussion about the standard in here.