ISO 6579:1981
(Main)Microbiology — General guidance on methods for the detection of Salmonella
Microbiology — General guidance on methods for the detection of Salmonella
Microbiologie — Directives générales concernant les méthodes de recherche des Salmonella
General Information
Relations
Buy Standard
Standards Content (Sample)
International Standard
INTERNATIONAL ORGANIZATION FOR STANDARDIZATION*MEXPYHAPOflHAfl OPTAHM3ALlMfl Il0 CTAH~APTM3A~~M*ORGANlSATlON INTERNATIONALE DE NORMALISATION
1, Microbiology - General guidance on methods for the
detection of Salmonella
Microbiologie - Directives générales concernant les méthodes de recherche des Salmonella
First edition - 1981-03-15
UDC 576.8.087 ; 614.31 Ref. No. IS0 6579-1981 (E)
-
Descriptors : microbiological analysis, detection, micro-organism, salmonella, test equipment, substratum, tests.
8
Ei Price based on 15 pages
---------------------- Page: 1 ----------------------
Foreword
IS0 (the International Organization for Standardization) is a worldwide federation of
national standards institutes (IS0 member bodies). The work of developing Inter-
national Standards is carried out through IS0 technical committees. Every member
body interested in a subject for which a technical committee has been set up has the
right to be represented on that committee. International organizations, governmental
and non-governmental, in liaison with ISO, also take part in the work.
Draft International Standards adopted by the technical committees are circulated to
the member bodies for approval before their acceptance as International Standards by
the IS0 Council.
International Standard IS0 6579 was developed by Technical Committee ISO/TC 34,
Agriculturalfoodproducts, and was circulated to the member bodies in February 1979.
It has been approved by the member bodies of the following countries :
Australia Hungary Poland
Portugal
Bulgaria India
Canada Indonesia Romania
Israel South Africa, Rep. of
Chile
Cyprus Kenya Thailand
Korea, Rep. of Turkey
Czechoslovakia
United Kingdom
Egypt, Arab Rep. of Malaysia
Mexico USA
Ethiopia
France Netherlands Yugoslavia
Germany, F. R. Philippines
The member body of the following country expressed disapproval of the document on
technical grounds :
New Zealand
O international Organization for Standardization, 1981
Printed in Switzerland
II
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Page
Contents
Introduction .
O 1
Scope .
1 1
2 Field of application . 1
Definitions . 1
3
Principle .
4 1
Sampling .
5 2
Apparatus and glassware. .
6 2
7 Culture media, reagents and sera . 3
8 Preparation of test sample. . 4
9 Procedure. . 4
10 Expression of results. . 7
11 Test report. . 7
Annexes
A Diagram of procedure . 8
B
Composition and preparation of culture media and reagents. . 9
C Specification for brilliant green. . 14
D 15
Standard method of streaking agar medium dishes .
iii
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INTERNATIONAL STANDARD IS0 6579-1981 (E)
Microbiology - General guidance on methods for the
detection of Salmonella
O Introduction 2 Field of application
Subject to the limitations discussed in the introduction, this
International Standard is applicable to products intended for
human consumption or feeding of animals.
3 Definitions
For the purpose of this International Standard, the following
definitions apply.
3.1 Salmonella : Micro-organisms which form typical col-
onies on solid selective media and which display the
biochemical and serological characteristics described when
tests are carried out in accordance with this International Stan-
dard.
3.2 detection of Salmonella : Determination of the
presence or absence of these micro-organisms, in a particular
mass, when tests are carried out in accordance with this Inter-
national Standard.
4 Principle
In general, the detection of Salmonella necessitates four suc-
cessive stages (see also annex Aj.2)
4.1 Pre-enrichment in non-selective liquid
ed technical reasons.
medium
WARNING - In order to safegua d the health of
Inoculation of buffered peptone water (also used as diluent)
laboratory personnel, it is essential th t tests for detec-
with the test portion, and incubation at the specified
Salmonella are only undertaken in roperly equipped
ting
temperature (see 9.2) for 16 to 20 h.
laboratories, under the control of a ski1 ed microbiologist,
and that great care is taken in the isposal of all in-
4.2 Enrichment in selective liquid media
cubated materials. i
Inoculation of a tetrathionate medium and of a selenite cystine
medium with the culture obtained in 4.1.
1 Scope
Incubation of the tetrathionate medium at 43 OC, and incuba-
tion of the selenite cystine medium at the specified temperature
This International Standard gives general g idance on methods
(see 9.321, for 24 h, and then for 48 h.
for the detection of Salmonella.
I
1
1) For meat and meat products, see IS0 3565, keatandrneatproducts - Defection of Salmonella (Referencemethod). For milk and milk products,
a method will form the subject of IS0 6785. I
2) Salmonella may be present in small numbers often accompanied by considerably larger numbers of other members of Enferobacteriaceæ
or of other families. Therefore, selective enrich necessary; furthermore, pre-enrichment is often necessary to permit detection of injured
Salmonella.
1
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IS0 6579-1981 (E)
taining the inoculated media, plates and tubes within one of
4.3 Plating out and recognition
these temperature ranges).
From the cultures obtained in 4.2, inoculation of two selective
6.1.4 Water bath, capable of being controlled at
solid media :
43 _+ 0,l OC, or incubator, capable of being controlled at
- brilliant green/phenol red agar, unless the International
42,5 f 0,5 OC (for maintaining inoculated liquid media within
Standard appropriate to the product to be examined, or
one of these temperature ranges).
other specific considerations (for example the isolation of
lactose-positive Salmonella), require substitution of some
6.1.5 Water baths (for heating and cooling solutions and
other medium as the one for obligatory use;
culture media to the appropriate temperatures), capable of
being controlled at 45 f 1 OC, 55 f 1 OC and 70 f 1 OC.
-
any other solid selective medium (see 7.2.4.2).
Incubation at the specified temperature (see 9.4.41, and ex-
6.1.6 Water bath, capable of being controlled at 35 it 1 OC
amination after 24 h and, if necessary, after 48 h to check for or 37 f 1 OC, depending on the temperature adopted.’)
the presence of colonies which, from their characteristics, are
considered to be presumptive Salmonella.
6.1.7 Loops, of platinum-iridium or nickel-chromium, of
diameter approximately 3 mm.
4.4 Confirmation
6.1.8 pH-meter (for measuring the pH of prepared media and
Subculturing of colonies of presumptive Salmonella, plated out
reagents), having an accuracy of calibration of f 0,l pH unit
as described in 4.3, and confirmation by means of appropriate
at 25 OC.
biochemical and serological tests.
6.1.9 Refrigerator (for storage of prepared media and
reagents), capable of being controlled at 4 f 2 OC.
5 Sampling
6.2 Glassware
Carry out sampling in accordance with the International Stan-
dard appropriate to the product concerned, if available.
The glassware shall be resistant to repeated sterilization.
6.2.1 Culture bottles or flask$), for sterilization and
6 Apparatus and glassware
storage of culture media and incubation of liquid media.
Usual microbiological laboratory equipment, and in particular
6.2.2 Culture tubes, 8 mm in diameter and 160 mm in
length, for the lysine decarboxylation medium.
6.1 Apparatus
6.2.3 Measuring cylinders, for preparation of the complete
Apparatus for dry sterilization (oven) or wet
6.1.1
media.
sterilization (autoclave).
6.2.4 Graduated pipettes, of nominal capacities 10 ml and
Apparatus that will enter into contact with the culture media,
1 ml, graduated respectively in 0,5 ml and 0,l ml.
the dilution fluid or the sample, except for apparatus that is
supplied sterile (particularly plastic apparatus), shall be steril-
6.2.5 Petri dishes, as follows :
ized either
- 6.2.5.1 Large-size dish.
by being kept at 170 to 175 OC for not less than 1 h in
an oven;
Dish
-
by being kept at 121 f 1 OC for not less than 20 min in
140 f2 mm
external diameter
an autoclave.
30 k2 mm
external height
glass thickness 1.5 f 0,5mm
An autoclave is also necessary for the sterilization of culture
media and reagents. It shall be capable of being controlled at
The rim shall be ground in a plane parallel to the base.
121 f 1 OC, and at 115 f 1 OC, as indicated in annex B.
The bottom of the dish shall be flat and parallel to the base.
6.1.2 Drying cabinet, oven, or incubator, ventilated by
convection (for drying the surface of agar plates), capable of
Lid, with a ridge
being controlled at 50 f 1 OC.
external diameter 150 i 2 mm
15 it2 mm
external height
6.1.3 Incubator, capable of being controlled at 35 f 1 OC or
glass thickness 1.5 f 0,5mm
37 f 1 OC, depending on the temperature adopted‘) (for main-
1) The temperature should be agreed between the parties concerned and recorded in the test report.
2) Bottles or flasks with metal screw-caps may be used.
2
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IS0 6579-1981 (E)
6.2.5.2 §mall-size dish. 7.2.3 Second enrichment medium : selenite cystine
medium.
Dish
See 8.3.
9Ort 2mm
internal diameter
external height, minimum 18 mm
7.2.4 Selective solid plating-out media.
The rim shall be ground in a plane parallel to the base.
7.2.4.1 First medium : phenol red/brilliant green agar
(Ede1 and Kampelmacher).
The bottom of the dish shall be flat and parallel to the base.
See 8.4.
Lid, with a ridge
This first medium is compulsory unless otherwise stated
external diameter, maximum 102 mrn
(see 4.3).
NOTE - Alternatively, plastic Petri dishes may be used, even if of
7.2.4.2 Second medium.
slightly different dimensions from the glass dishes described in 6.2.5.1
and 6.2.5.2.
The choice of the second medium is left to the discretion of the
testing laboratory, unless there is a specific International Stan-
dard, relating to the product to be examined, which specifies
the composition of this second medium.
7 Culture media, reagents and sera
7.2.5 Nutrient agar.
7.1 Basic materials
See B.5.
In order to improve the reproducibility of the results, it is
recommended that dehydrated basic components or complete
dehydrated media should be used for the preparation of culture 7.2.6 Triple sugar/iron agar (TSI agar).
media. The manufacturer's instruction shall be rigorously
followed. See B.6.
The chemicals used for preparing the culture media and the
7.2.7 Urea agar (Christensen).
reagents shall be of recognized analytical quality.
See B.7.
The water used shall be distilled or deionized water, and shall
be free from substances that might inhibit growth of micro-
7.2.8 Lysine decarboxylation medium.
organisms under the test conditions.
See 8.8.
The pH measurements shall be carried out by means of the pH-
meter (6.1 3).
7.2.9 Reagent for detection of p-galactosidase (or
prepared paper discs, used in accordance with the manufac-
If the prepared media and prepared reagents are not used im-
turer's instructions),
mediately, they shall, unless otherwise specified, be kept in the
dark at a temperature of about 4 OC, but for no longer than
See B.9.
1 month, and in conditions that prevent any change in their
composition.
7.2.10 Reagents for Voges-Proskauer reaction.
7.2 Culture media and reagents See B.lO.
NOTE - Because of the large number of culture media and reagents,
7.2.10.1 VP medium.
it has been considered preferable, for the clarity of the text, to give
their composition and preparation in annex B.
7.2.10.2 Çreatine solution (N-amidinosarcosine).
7.2.1 Pre-enrichment medium : buffered peptone water.
7.2.10.3 I-naphthol, ethanolic solution
See B.1.
7.2.10.4 Potassium hydroxide solution.
7.2.2 First enrichment medium : tetrathionate medium
(Muller-Kauffmannl. 7.2.11 Reagents for indole reaction.
See 8.2. See B.ll.
3
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IS0 6!579-1981 (E)
If the prescribed test portion is other than 25 g, use the
7.2.11.1 Tryptone/tryptophan medium (by Ljutov).
necessary quantity of pre-enrichment medium to yield approx-
imately a 1 : 10 dilution (mass to volume).
7.2.11.2 Kovacç reagent.
9.2 Non-selective pre-enrichment
7.2.12 Semi-solid nutrient agar.
Incubate the initial suspension at 35 OC or 37 OC2) for not less
See 6.12.
than 16 h and not more than 20 h.
7.2.13 Saline solution.
9.3 Selective enrichment
See 6.13.
9.3.1 Transfer 10 ml of the culture obtained in 9.2 to a flask
containing 100 ml of the tetrathionate medium (7.2.2); transfer
7.3 Sera
another 10 ml of the culture obtained in 9.2 to a flask contain-
ing 100 ml of selenite cystine medium (7.2.3)').
Several types for agglutinant sera containing antibodies for one
or several O-antigens, are available commercially, i.e. anti-sera
9.3.2 Incubate the two inoculated media (9.3.1 ) as follows :
containing one or more "O" groups (called monovalent or
polyvalent anti-0 sera), anti-Vi sera, and anti-sera containing
a) the inoculated tetrathionate medium at 43 OC;
antibodies for one or several H-factors (called monovalent or
b) the inoculated selenite cystine medium at the specified
polyvalent anti-H sera).
temperature, i.e. at 35 OC or 37 OC?
Every attempt should be made to ensure that the anti-sera used
are adequate to provide for the detection of all Saimoneiia
9.4 Plating out and identification
serotypes. Assistance toward this objective may be obtained by
using anti-sera prepared by a supplier recognized as competent
9.4.1 After incubation (see 9.3.2) for 18 to 24 h, take, by
(for example, an appropriate government agency).
means of a loop (6.1.71, a streak from the culture in the
tetrathionate medium, and inoculate the surface of one large-
size Petri dish containing the first selective plating-out medium
8 Preparation of test sample
(generally the phenol red/brilliant green agar, see 7.2.4. I), so
that well-isolated colonies will be obtained.
Refer to the International Standard appropriate to the product
under examination. If an International Standard is not available,
In the absence of large dishes, use two small dishes, one after
it is recommended that agreement be reached on this subject
the other, using the same loop (see the note).
by the parties concerned.
Proceed in the same way with the second selective plating-out
medium (7.2.4.2) using a new loop and Petri dishes of ap-
9 Procedure
propriate size.
9.1 Test portion and initial suspension
NOTE - The following method of streaking is recommended when
phenol red/brilliant green agar is used. Take one loopful(6.1.7) for two
Refer to the International Standard appropriate to the product dishes. Take a droplet from the edge of the surface of the fluid. In-
oculate both dishes according to the two diagrams in annex D. Use the
under examination.
whole dish; loop streaks should be spaced about 0.5 cm apart. (Do not
flame the loop or recharge it after making the first streak, nor when
For preparation of the initial suspension, use as diluent the pre-
passing to the second dish.) When only one large dish is used, the
enrichment medium specified in 7.2.1.
method of streaking should be as indicated for the first dish.
In general, to prepare the initial suspension, add a 25 g test por-
tion to 225 ml of pre-enrichment medium (7.2.1), which is the 9.4.2 Using the culture in the selenite cystine medium, repeat
the procedure described in 9.4.1 with the two selective plating-
ratio of test portion to pre-enrichment medium specified in this
out media.
method. 1)
1) To reduce the examination workload when more than one 25 g test portion from a specified lot of food has to be examined, and when evidence is
available that compositing (pooling the test portions) does not affect the result for that particular food, the test portions may be composited. For ex-
ample, if 10 test portions of 25 g are to be examined, combine the 10 units to form a composite test portion of 250 g and add 2,25 litres of pre-
enrichment broth. Alternatively, the 10 ml portions of the pre-enrichment broths from the 10 separate test portions (9.3.1) may be composited for
enrichment in 1 litre of selective enrichment medium.
The temperature should be agreed between the parties concerned and recorded in the test report.
2)
For the selenite cystine medium, it may, in some cases, be advantageous to raise the incubation temperature to 43 OC. This modification should be in-
dicated in the test report.
4
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9.4.3 Turn the dishes (9.4.1 and 9.4.2) so that the bottom is 9.5.2.1 TSI agar (7.2.6)
uppermost, and place them in an incubator (6.1.3) at the
Streak the agar slope surface and stab the butt.
specified temperature, i.e. at 35 OC or 37
Incubate for 24 h at 35 OC or 37 OC.?)
9.4.4 After a total incubation period of 48 h (see 9.3.2), repeat
the procedure described in 9.4.1 to 9.4.3 using the two in- Interpret the changes in the medium as follows :
oculated enrichment media.
Butt
9.4.5 After incubation for 20 to 24 h, examine the dishes
yellow : glucose positive (fermenta-
(9.4.3 and 9.4.4) for the presence of typical colonies of
tion of glucose)
SaIrnonella. Typical colonies of Salmonella grown on brilliant
green/phenol red agar cause the colour of the medium to
change from pink to red.
red or unchanged : glucose negative (no
fermentation of glucose)
9.4.6 If growth is slight or if no typical colonies of Salmonella
black : formation of hydrogen
are present, reincubate at 35 OC or at 37 OC?) for a further 18 to
sulphide
24 h.
Re-examine the plates for the presence of typical colonies of bubbles or cracks : gas formation from glucose
Salmonella.
Slant surface
NOTE - Subject any typical or suspect colony to a confirmation (9.5);
the recognition of colonies of Salmonella is to a large extent a matter of
yellow
: lactose andlor sucrose
experience, and their appearance may vary somewhat, not only from
positive (lactose andlor
species to species, but also from batch to batch of medium. In this
sucrose used)
respect, agglutination, at this stage, of colonies with polyvalent
Salmonella anti-serum may facilitate recognition of suspected col-
onies.
: lactose and sucrose
red or unchanged
negative (neither lactose nor
sucrose used)
9.5 Confirmation
Typical Salmonella cultures show alkaline (red) slants with gas
9.5.1 Selection of colonies for Confirmation
formation and acid (yellow) butts, with (in about 90 % of the
cases) formation of hydrogen sulphide (blackening of the agar).
For confirmation, take from each plate of each selective
medium (see 9.4.3 and 9.4.41, five colonies considered to be
When a lactose-positive Salmonella is isolated (see 4.31, the
typical or suspect.
TSI slant is yellow. Thus, preliminary confirmation of
SaIrnonella cultures shall not be based on the results of the TSI
If on one plate there are fewer than five typical or suspect
agar-test only (see 9.5.3).
colonies, take for confirmation all the typical or suspect col-
onies.
9.5.2.2 Urea agar (7.2.7)
Streak the selected colonies onto the surface of pre-dried
nutrient agar plates (7.2.6), in a manner which will allow well-
Streak the agar slope surface.
isolated colonies to develop.
Incubate for 24 h at 35 OC or 37 OC1) and examine at intervals.
Incubate the inoculated plates at 35 OC or 37 OC’) for 18 to
24 h.
If the reaction is positive, splitting of urea liberates ammonia,
which changes the colour of phenol red to rose-pink and later
Use pure colonies for biochemical and serological confirmation.
to deep cerise. The reaction is often apparent after 2 to 24 h.
9.5.2 Biochemical confirmation 9.5.2.3 Lysine decarboxylation medium (7.2.8)
By means of an inoculating wire, inoculate the media indicated Inoculate just below the surface of the liquid medium.
in 9.5.2.1 to 9.5.2.6 with each of the cultures obtained from the
colonies selected in 9.5.1. OC or 37 OC.1)
Incubate for 24 h at 35
1) The temperature should be agreed between the parties concerned and recorded in the test report.
5
---------------------- Page: 8 ----------------------
IS0 6579-1981 (E)
9.5.2.7 Interpretation of the biochemical tests
A purple colour after growth has occurred indicates a positive
reaction.
:
Salmonella general
...
Norme internationale 6579
INTERNATIONAL ORGANIZATION FOR STANDARDlZATION*ME~YHAPOLIHAR OPrAHM3AUMR fl0 CTAHLIAPTH3AUMM~RGANlSATiON INTERNATIONALE DE NORMALISATION
Microbiologie - Directives générales concernant les
a
méthodes de recherche des Salmonella
Microbiology - General guidance on methods for the detection of Salmonella
Première édition - 1981-03-15
4
CDU 576.8.087 : 614.31
Réf. no : IS0 6579-1981 (FI
-
&
Desoripteurs : analyse microbiologique, détection, microorganisme, salmonelle, matériel d'essai, support de culture, essai.
a
Prix basé sur 15 pages
---------------------- Page: 1 ----------------------
Avant-propos
L’ISO (Organisation internationale de normalisation) est une fédération mondiale
d’organismes nationaux de normalisation (comités membres de I’ISO). L’élaboration
des Normes internationales est confiée aux comités techniques de I’ISO. Chaque
comité membre intéressé par une étude a le droit de faire partie du comité technique
correspondant. Les organisations internationales, gouvernementales et non gouverne-
mentales, en liaison avec I’ISO, participent également aux travaux.
Les projets de Normes internationales adoptés par les comités techniques sont soumis
aux comités membres pour approbation, avant leur acceptation comme Normes inter-
nationales par le Conseil de I’ISO.
La Norme internationale IS0 6579 a été élaborée par le comité technique ISO/TC 34,
Produits agricoles alimentaires, et a été soumise aux comités membres en février 1979.
Les comités membres des pays suivants l’ont approuvée :
Afrique du Sud, Rép. d’ France Pologne
Allemagne, R. F. Hongrie Portugal
Australie Inde Roumanie
Bulgarie Indonésie Royaume-Uni
Canada Israël Tchécoslovaquie
Chili Kenya Thaïlande
Malaisie Turquie
Chypre
Corée, Rép. de Mexique USA
Égypte, Rép. arabe d’ Pays-Bas Yougoslavie
Éthiopie Philippines
Le comité membre du pays suivant l‘a désapprouvée pour des raisons techniques :
Nouvelle-Zélande
O Organisation internationale de normalisation, 1981 0
Imprimé en Suisse
II
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Som maire Page
O Introduction .
1
1 Objet . 1
2 Domaine d'application . 1
3 Définitions . 1
4 Principe . 1
5 Echantillonnage . 2
6 Appareillage et verrerie . 2
7 Milieux de culture. réactifs et sérums . . . 3
8 Préparation de l'échantillon pour essai . 4
9 Mode opératoire . 4
10 Expression des résultats . 7
11 Procès-verbal d'essai . 7
Annexes
A Schéma du mode opératoire .
8
B Composition et préparation des milieux de culture et des réactifs .
9
C Spécifications pour le vert brillant .
14
D Méthode normalisée d'isolement en stries sur boîtes de milieu gélosé .
15
...
111
---------------------- Page: 3 ----------------------
~
NORME INTERNATIONALE IS0 6579-1981 (FI
Microbiologie - Directives générales concernant les
méthodes de recherche des Salmonella
O Introduction 1 Objet
La présente Norme internationale se propose de fournir des La présente Norme internationale donne des directives généra-
directives générales pour l'examen des produits non traités les concernant les méthodes de recherche des Salmonella.
dans les Normes internationales existant actuellement et pour
être étudiées par les organismes élaborant des méthodes
d'essai microbiologiques de référence destinées à être appli-
2 Domaine d'application
quées à des produits alimentaires ou à des aliments pour ani-
maux. En raison de la grande diversité des produits entrant
Compte tenu des remarques signalées dans l'introduction, la
dans ce domaine d'application, il est possible que ces directi-
présente Norme internationale est applicable aux produits des-
ves, dans tous leurs détails, ne conviennent pas exactement à
tinés à la consommation humaine ou à l'alimentation animale.
certains produits et que, pour certains autres produits, il puisse
être nécessaire d'employer des méthodes différentes. Néan-
moins, il est à espérer que, dans tous les cas, tous les efforts
3 Définitions
seront faits pour appliquer, chaque fois qu'il sera possible, les
directives données et qu'on n'aura recours à des dérogations
Pour les besoins de la présente Norme internationale, les défini-
que si cela est absolument nécessaire pour des raisons techni-
tions suivantes sont applicables.
ques.
Lorsque la présente Norme internationale sera réexaminée, il
3.1 Salmonella : Micro-organismes formant des colonies
sera tenu compte de tous les renseignements disponibles à ce
typiques sur des milieux sélectifs solides et possédant les carac-
moment-là, à savoir dans quelle mesure les directives auront
téristiques biochimiques et sérologiques décrites lorsque l'essai
été suivies et les raisons pour lesquelles il aura été nécessaire
est exécuté selon la présente Norme internationale.
d'y déroger dans le cas de produits particuliers.
3.2 recherche des Salmonella : Détermination de la pré-
L'harmonisation des méthodes d'essai ne peut pas être immé-
sence ou de l'absence de ces micro-organismes, dans une
diate et, pour certains groupes de produits, des Normes inter-
quantité déterminée de produit, lorsque l'essai est exécuté
nationales et/ou des normes nationales existent peut-être déjà,
selon la présente Norme internationale.
qui ne concordent pas avec ces directives. Dans le cas où des
Normes internationales existent déjà pour le produit à contrô-
ler, elles devront être appliquéesl), mais il serait souhaitable
que, lorsqu'elles viendront en révision, elles soient modifiées de
4 Principe
facon à se conformer à la présente Norme internationale si bien
que, finalement, les seules divergences restantes seront celles
En général, la recherche de Salmonella nécessite quatre phases
qui auront été nécessaires pour des raisons techniques bien
successives (voir également annexe AI.2)
établies.
PRÉCAUTIONS - Afin de sauvegarder la santé du per-
4.1 Préenrichissement en milieu non sélectif
sonnel de laboratoire, il est essentiel que les essais de
liquide
Salmonella ne soient réalisés que dans les
recherche des
laboratoires équipés à cet effet et sous la surveillance
Ensemencement de la prise d'essai dans l'eau peptonée tam-
d'un microbiologiste expbrimenté, et qu'un grand soin ponnée (servant également de diluant), puis incubation à la
soit pris pour se des éléments incubés. température spécifiée (voir 9.2) durant 16 à 20 h.
1) Pour les viandes et produits à base de viande, voir IS0 3565, Viandes et produits base de viande - Recherche des salmonellæ /Méthode de
référence). Pour le lait et les produits laitiers, une méthode fera l'objet de 1'1S0 6785.
2) Les Salmonella peuvent, en effet, être présentes en petit nombre et sont souvent accompagnées d'un nombre beaucoup plus grand d'autres
micro-organismes appartenant à la famille des Enterobacteriaces ou à d'autres familles. En conséquence, un enrichissement sélectif est nécessaire;
de plus, un préenrichissement est aussi souvent nécessaire afin de pouvoir rechercher les Salmonella ayant subi une altération.
1
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IS0 6579-1981 (FI
I
121 f 1 OC et à 115 f 1 OC comme cela est indiqué dans
4.2 Enrichissement en milieux sélectifs liquides
l'annexe B.
Ensemencement d'un bouillon au tétrathionate et d'un bouillon
6.1.2 Enceinte de séchage, étuve ou incubateur,
4.1.
au sélénite-cystine avec la culture obtenue en
I
ventilé(e) (permettant de sécher la surface des milieux gélosés
coulés en boîte), régldble à 50 f 1 OC.
Incubation du bouillon au tétrathionate à 43 OC et incubation
du bouillon au sélénite-cystine à la température spécifiée (voir
6.1.3 Incubateur, rpglable à 35 f 1 OC ou à 37 f 1 OC
9.3.2) durant 24 h, puis 48 h.
selon la température 1 retenuel) (permettant de maintenir les
milieux ensemencés, les boîtes et les tubes dans l'un ou l'autre
4.3 Isolement et identification
de ces intervalles de t'empératures).
A partir des cultures obtenues en 4.2, ensemencement de deux
6.1.4 Bain d'eau, rgglable à 43 f 0,l OC, ou incubateur,
milieux sélectifs solides :
réglable à 42,5 f 0,5 OC (permettant de maintenir les milieux
liquides ensemencés hi ans l'un ou l'autre de ces intervalles de
- gélose au rouge de phénol et au vert brillant, à moins
températures).
que la Norme internationale concernant le produit à exami-
ner ou toute autre considération spécifique (par exemple
isolement de Salmonella lactose positif) ne nécessite la 6.1.5 Bains d'eau (permettant ! de réchauffer ou de refroidir
substitution d'un autre milieu obligatoire; les solutions et les milieux de culture aux températures appro-
priées), réglables à 45 f 1 OC, à 55 f 1 OC et à 70 f 1 OC.
-
un autre milieu sélectif solide (voir 7.2.4.2).
6.1.6 Bain d'eau, rqglable à 35 't 1 OC ou à 37 f 1 OC selon
Incubation à la température spécifiée (voir 9.4.41, puis examen
la température retenye.1)
après 24 h et, si nécessaire, après 48 h, pour contrôler s'il y a os9.
présence de colonies présumées être des Salmonella en raison
6.1.7 Anses bouc1 es, en platine iridié ou en nickel-chrome,
de leurs caractéristiques.
d'environ 3 mm de d amètre.
I
4.4 Confirmation
6.1.8 pH-mètre (p$rmettant de mesurer le pH des milieux et
réactifs préparés), ~ avec une précision de réglage de
Repiquage des colonies présumées de Salmonella isolées en
f 0,l unité de pH à 25 OC.
4.3, et confirmation au moyen des essais biochimiques et séro-
logiques appropriés.
6.1.9 Réfrigérate r (permettant de conserver les milieux et
Li
réactifs préparés), refglable à 4 f 2 OC.
5 Échantillonnage
6.2 Verrerie
Effectuer l'échantillonnage conformément à la Norme interna-
tionale relative au produit concerné, si elle existe.
I
La verrerie doit pouyoir résister à des stérilisations répétées.
I
6 Appareillage et verrerie
6.2.1 Flacons de &ultur&), pour la stérilisation et la conser-
vation des milieux de culture et l'incubation des milieux liqui-
Matériel courant de laboratoire de microbiologie, et notam-
des.
ment :
6.2.2 Tubes de c Iture, de 8 mm de diamètre et 160 mm de
longueur, pour le m lieu de décarboxylation à la lysine.
6.1 Appareillage
6.2.3 Éprouvette graduées, pour la préparation des milieux
Appareils pour la stérilisation en chaleur sèche
6.1.1
complets. 1
(four) ou en chaleur humide (autoclave)
Le matériel en contact avec les milieux de culture, le diluant et 6.2.4 Pipettes gqaduées, de 10 ml et 1 ml de capacités
l'échantillon, sauf s'il est livré stérile (particulièrement celui en
nominales, graduées respectivement en 0,5 ml et 0,l ml.
plastique), doit être stérilisé ,
6.2.5 Boîtes de etri, comme suit :
-
soit au four en le maintenant à une température com- 9
prise entre 170 et 175 OC durant au moins 1 h;
6.2.5.1 Boîtes de grandes dimensions.
I
-
soit à l'autoclave en le maintenant à une température
Boîte I
,
de 121 f 1 OC durant au moins 20 min.
i
diamètre extériePr 140 f2 mrn
Un autoclave est également nécessaire pour la stérilisation des
30 f2 mm
hauteur extérieute
milieux de culture et des réactifs. II doit être réglable à
épaisseur du verre 1,5 f 0,5mm
1) La température devra être fixée par les parties concernées et précisée dans le procès-verbal !essai.
2) Des flacons à capsule métallique à vis peuvent être utilisés.
I
2 1
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SO 6579-1981 (FI
Le bord doit être rodé dans un plan parallèle à la base.
7.2.1 Milieu de préenrichissement non sélectif : eau
peptonée tamponnée.
Le fond de la boîte doit être plat et parallèle à la base.
Voir chapitre B. 1.
Cou ercle, muni d'un rebord
P 1
7.2.2 Premier milieu d'enrichissement sélectif : bouillon
diamètre extérieur 150 f 2 mm
au tétrathionate (Muller-Kauffmann).
hauteur extérieure 15 f2 mm
épaisseur du verre 1,5 f 0,5mm
Voir chapitre 8.2.
6.2.5.2 Boîtes de petites dimensions.
7.2.3 Deuxième milieu d'enrichissement sélectif : bouil-
lon au sélénite-cystine.
Boîte
Voir chapitre 8.3.
diamètre intérieur 90f 2mm
hauteur extérieure, minimum 18 mm
7.2.4 Milieux d'isolement solides sélectifs.
Le bord doit être rodé dans un plan parallèle à la base.
Premier milieu : gélose au rouge de phénol et au
7.2.4.1
vert brillant (Ede1 et Kampelmacher).
Le fond de la boîte doit être plat et parallèle à la base.
Voir chapitre 8.4.
Couvercle, muni d'un rebord
Ce premier milieu est obligatoire sauf indications contraires
diamètre extérieur, maximum 102 mm
(voir 4.3).
NOTE - Des boîtes de Petri en plastique peuvent égaiement être utili-
7.2.4.2 Deuxième milieu.
sées, même si leurs dimensions sont légèrement différentes de celles
des boîtes en verre décrites en 6.2.5.1 et 6.2.5.2.
Le choix du deuxième milieu est laissé à l'initiative du labora-
toire d'essais, sauf s'il existe une Norme internationale spécifi-
que concernant le produit à examiner et spécifiant la composi-
7 Milieux de culture, réactifs et sérums
tion de ce deuxième milieu.
7.1 Composants de base
7.2.5 Gélose nutritive.
,
Pour améliorer la reproductibilité des résultats, il est recom-
Voir chapitre 8.5.
mandé d'utiliser, pour la préparation des milieux de culture, des
composants de base déshydratés ou des milieux complets
7.2.6 Gélose au citrate de fer et aux trois sucres
déshydratés. Les prescriptions du fabricant doivent être suivies
(gélose TSI).
e scrupuleusement.
Voir chapitre 8.6.
Les produits chimiques utilisés pour la préparation des milieux
de culture et des réactifs doivent être de qualité analytique
reconnue. 7.2.7 Gélose à l'urée (Christensen).
Voir chapitre 8.7.
L'eau utilisée doit être de l'eau distillée ou déminéralisée,
exempte de substances susceptibles d'inhiber la croissance des
'
micro-organismes dans les conditions de l'essai.
7.2.8 Milieu de décarboxylation à la lysine.
Les mesurages de pH doivent être effectués au moyen du pH-
Voir chapitre 8.8.
mètre (6.1.8).
7.2.9 Réactif pour la recherche de la &galactosidase (ou
Si les milieux de culture préparés et les réactifs préparés ne sont
disques de papier tout préparés, utilisés selon les instruc-
pas utilisés extemporanément, ils doivent, sauf spécifications
tions du fabricant).
contraires, être conservés à l'obscurité à environ 4 OC, pendant
1 mois au maximum, dans des conditions évitant toute modifi-
Voir chapitre B.9.
cation de leur composition.
7.2.10 Réactifs pour la réaction de Voges-Proskauer.
7.2 Milieux de culture et réactifs
Voir chapitre 8.10.
NOTE - En raison du nombre important de milieux de culture et de
réactifs, il a été jugé préférable, pour la clarté du texte, de donner leur
composition et leur préparation dans l'annexe E. 7.2.10.1 Milieu VP.
3
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9 Mode opératoire
7.2.10.2 Solution de créatine (Namidinosarcosinel.
9.1 Prise d'essai gt suspension mère
7.2.10.3 Solution éthanolique de naphtol-I.
Se reporter à la Norm internationale concernant le produit à
examiner.
7.2.10.4 Solution d'hydroxyde de potassium.
r
Pour ia préparation de la suspension mère, utiliser comme
7.2.11 Réactifs pour la recherche de I'indole.
diluant le milieu de preenrichissement spécifié en 7.2.1.
Voir chapitre 6. 11,
En général, pour prépgrer la suspension mère, ajouter une prise
d'essai de 25 g dansi225 ml du milieu de préenrichissement
(7.2,1), ce qui corres ond au rapport prise d'essai/milieu de
7.2.11 .I Milieu tryptone-tryptophane (de Ljutov).
P
préenrichissement spqcifié dans la présente méthode. 1)
Si la prise d'essai pres rite n'est pas de 25 g, utiliser la quantité
7.2.11.2 Réactif de Kovacs.
nécessaire de milie de préenrichissement pour obtenir
approximativement U f e dilution au 1/10 (masse à volume).
7.2.12 Gélose nutritive semi-solide.
Voir chapitre 6.12.
9.2 Préenrichissement non sélectif
Incuber la suspensiop mère à la température spécifiée, soit
7.2.13 Solution saline.
35 OC ou 37 du$ant au moins 16 h et au plus 20 h.
Voir chapitre B. 13.
9.3 Enrichissem nt sélectif
I I
7.3 Sérums
9.3.1 Transférer 1 de la culture obtenue en 9.2 dans un
flacon contenant 1
I du milieu au tétrathionate (7.2.21, et
On peut trouver dans le commerce plusieurs types de sérums
10 ml de la culture obtenue en 9.2 dans un flacon contenant
agglutinants contenant des anticorps contre un ou plusieurs
100 ml du milieu au $Blénite-cystine (7.2.311).
facteurs antigéniques O, c'est-à-dire des anti-sérums contenant
un ou plusieurs groupes ((0)) (dénommés anti-sérums ((0))
monovalents ou polyvalents), des anti-sérums Vi et des anti-
9.3.2 Incuber les d 'ux milieux ensemencés (9.3.1) de la façon
sérums contenant des anticorps contre un ou plusieurs facteurs
suivante :
«H» (dénommés anti-sérums «H» monovalents ou polyvalents).
'I
a) le milieu au &rathionate à 43 OC;
Tous les renforts devront être faits afin de s'assurer que les
anti-sérums utilisés conviennent pour la recherche de tous les
b) le milieu au Sélénite-cystine à la température spécifiée,
sérotypes de Salmonella. Dans ce but, on pourra se servir
soit 35 OC ou 37 OC.*)
d'anti-sérums préparés par un fournisseur dont la compétence
est reconnue (par exemple un organisme gouvernemental
approprié).
9.4 Isolement e$ identification
h d'incubation (voir 9.3.2). ensemencer,
8 Préparation de l'échantillon pour essai
) à partir de la culture dans le milieu au
ce d'une grande boîte de Petri du premier
Se reporter à la Norme internationale concernant le produit à
milieu d'isolement s'électif (en général la gélose au rouge de
examiner. S'il n'y a pas de Norme internationale disponible, il
phénol et au vert brillant, voir 7.2.4.1), de façon à permettre le
est recommandé que les parties concernées se mettent
d'accord à ce sujet. développement de dolonies bien isolées.
I
1) Afin de réduire la somme de travail d'examen, lorsqu'on doit examiner plus d'une prise d'essai de 25 g provenant d'un lot déterminé de produit ali-
mentaire, et lorsqu'on dispose de preuves indiquant qu'un mélange (réunissant les prises d'essai) n modifie pas les résultats en ce qui concerne ce
produit en particulier, les prises d'essai peuvent être mélangées. Par exemple, si l'on doit examiner I ,O prises d'essai de 25 g, combiner ces 10 unités
afin d'obtenir un échantillon composite de 250 g et ajouter 2,25 litres de bouillon de préenrichissement, ou bien encore réunir les 10 portions des bouil-
lons de préenrichissement provepant des 10 prises d'essai séparées (voir 9.3.1) pour en enrichir 1 [itre de milieu d'enrichissement sélectif.
i
La température devra être fixée par les parties concernées et précisée dans le procès-verbal d';essai.
2)
Pour le bouillon au sélénite-cystine, il peut être intéressant, dans certains cas, d'élever à 43 OC la tekpérature d'incubation. Cette modification devra
être indiquée dans le procès-verbal d'essai. I I
4
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A défaut de grandes boîtes, utiliser deux petites boîtes, l'une Ensemencer les colonies sélectionnées sur la surface de boîtes
après l'autre, en se servant de la même anse (voir la note). de gélose nutritive (7.2.51, préalablement séchées, de façon à
permettre le développement de colonies bien isolées.
Opérer de même avec le deuxième milieu d'isolement sélectif
(7.2.4.2) en se servant d'une nouvelle anse, et de boîtes de Petri Incuber les boîtes ainsi ensemencées à 35 OC ou à 37 OC')
de dimensions appropriées. durant 18 à 24 h.
I
NOTE - La méthode suivante d'isolement en stries est recommandée
Utiliser des cultures pures pour les confirmations biochimique
I
lorsqu'on emploie la gélose au rouge de phénol et au vert brillant. Utili-
et sérologique.
l
ser une anse (6.1.7) pour deux boîtes. Prélever une gouttelette à la sur-
I
face du liquide. Ensemencer les deux boîtes selon les deux diagrammes
D. Utiliser la totalité de la boîte; les stries doivent être espa-
de i'annexe
9.5.2 Confirmation biochimique
cées d'environ 0,5 cm. (Ne pas flamber et ne pas recharger l'anse ni
\
après avoir tracé la première strie, ni au moment de passer à la seconde
À l'aide d'un fil à ensemencement, ensemencer les milieux indi-
boîte.) Lorsqu'on utilise seulement une boîte de grandes dimensions,
qués en 9.5.2.1 à 9.5.2.6 avec chacune des cultures obtenues à
appliquer la méthode d'isolement en stries indiquée pour la première
partir des colonies retenues en 9.5.1.
boîte.
9.4.2 A oartir de la culture dans le milieu au sélénite-cvstine,
9.5.2.1 Gélose TSI (7.2.6)
répéter les opérations décrites en 9.4.1 avec les deux milieux
d'isolement sélectifs. Ensemencer la pente du milieu par des stries et le culot par
piqûre.
9.4.3 Retourner les boîtes (9.4.1 et 9.4.21, les placer dans un
à 35 OC ou à 37 OC') durant 24 h.
Incuber
incubateur (6.1.3) réglé à la température spécifiée, soit 35 OC
ou 37 OC.1)
Interpréter les phénomènes se produisant, de la façon sui-
vante :
9.4.4 Après une durée totale d'incubation de 48 h (voir 9.3.21,
répéter les opérations décrites de 9.4.1 à 9.4.3 inclus, à partir
Culot
des deux milieux d'enrichissement ensemencés.
jaune : glucose positif (fermenta-
9.4.5 Après 20 h à 24 h d'incubation, examiner les boîtes
tion du glucose)
(9.4.3 et 9.4.41, afin de rechercher la présence de colonies typi-
ques de Salmonella. Les colonies typiques de Salmonella culti-
rouge ou inchangé : glucose négatif (pas de fer-
vées sur gélose au vert brillant et au rouge de phénol provo-
mentation du glucose)
quent un virage du milieu du rose au rouge.
noir : formation de sulfure
d'hydrogène
9.4.6 Si le développement est faible ou s'il n'y a pas de colo-
nies typiques de Salmonella, incuber à nouveau les boîtes à
bulles ou fissures : formation de gaz à partir du
35 OC ou à 37 OC1) durant 18 à 24 h.
glucose
*
Réexaminer les boîtes afin de rechercher la présence de colo-
nies typiques de Salmonella.
Pente de la gélose
NOTE - Toute colonie typique ou suspecte doit être soumise à une
jaune : lactose etfou saccharose
confirmation (9.5); en effet, la reconnaissance de colonies de Salmo-
positifs (utilisation du lac-
nella est en grande partie une question d'expérience, et leur aspect
tose etlou du saccharose]
peut quelquefois varier non seulement d'une espèce à une autre, mais
également d'un lot de milieu de culture à un autre. A cet égard, I'agglu-
rouge ou inchangée : lactose et saccharose néga-
tination, à ce stade, des colonies avec un sérum anti-Salmonella poly-
tifs (pas d'utilisation du lac-
valent peut faciliter la reconnaissance de colonies suspectes.
tose ni du saccharose
9.5 Confirmations
Les cultures typiques de Salmonella correspondent à une pente
alcaline (rouge) avec formation de gaz et un culot acide (jaune),
9.5.1 Choix des colonies pour les confirmations avec (dans environ 90 % des cas) formation de sulfure d'hydro-
gène (noircissement de la gélose).
Pour les confirmations, prélever, à partir de chaque boîte de
chacun des milieux sélectifs (voir 9.4.5 et 9.4.6), cinq colonies Lorsqu'on isole une Salmonella lactose positif (voir 4.31, la
considérées comme typiques ou suspectes. pente de la gélose TSI est jaune. En conséquence, une confir-
mation préliminaire de cultures de Salmonella ne doit pas être
S'il se trouve une boîte avec moins de cinq colonies typiques ou basée uniquement sur les résultats obtenus à partir de la gélose
suspectes, retenir toutes les colonies typiques ou suspectes. TSI (voir 9.5.3).
1) La température devra être fixée par les parties concernées et précisée dans le procès-verbal d'essai.
5
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La formation d’une coloration rose à rouge brillant dans un
9.5.2.2 Gélose à l’urée (7.2.7)
délai de 15 min indiquei une réaction positive.
Ensemencer par des stries la pente de la gélose.
9.5.2.6 Milieu pour lalrecherche dt I’indole (7.2.11 1
Incuber à 35 OC ou à 37 OC1) durant 24 h et examiner de temps
en temps.
Ensemencer un tube contenant 5 ml du milieu tryptone-
tryptophane (7.2.11.1) avec la colonie suspecte.
En cas de réaction positive, la décomposition de l’urée produit
un dégagement d’ammoniac, faisant virer le rouge de phénol au
Incuber à 35 OC ou à 37 OC?) durant 24 h.
rose, puis au rouge foncé. La réaction est souvent visible au
Après incubation, ajouter 1 ml du réactif de Kovacs (7.2.11.2).
bout de 2 à 4 h.
La formation d’un anneau rouge indique une réaction positive.
9.5.2.3 Milieu de décarboxylation à la lysine (7.2.8)
Un anneau jaune-brun indique une réaction négative.
Ensemencer le milieu juste au-dessous de la surface du liquide.
9.5.2.7 Interprétatio des essais biochimiques
Incuber à 35 OC ou à 37 OC1) durant 24 h.
1
Les Salmonella donneht en général les réactions suivantes*) :
Une couleur violette après incubation indique une réaction
positive.
Pourcentage
Réactior fensemence-
Une couleur jaune indique une réaction négative.
positive ments
ou le Salmonella
présentant
négativr
9.5.2.4 Réactif pour la recherche de la B-galactosidase (7.2.9)
ia réaction3)
Glucose, TSI (forAation d’acide)
Mettre en suspension une anse de la colonie suspecte dans un
(9.5.2.1) 1 1 O0
0,25 ml de la solution saline (7.2.13).
tube contenant
Glucose, TSI (forhation de gaz)
Ajouter 1 goutte de toluène et agiter le tube.
(9.5.2.1) 91,9 4)
Mettre le tube au bain d’eau réglé à 35 OC ou à 37 OC1) et l’y
Lactose, TSI
laisser séjourner quelques minutes.
(9.5.2.1) 99,2 5)
Ajouter 0,25 ml du réactif pour la recherche de la
Saccharose, TSI
b-galactosidase et mélanger.
I
(9.5.2.1)
99,5
i
Replacer le tube au bain d‘eau réglé à 35 OC ou à 37 OC’), l‘y
Sulfure d‘hydrogqne, I TSI
laisser séjourner 24 h en l’examinant de temps en temps.
(9.5.2.1) I 91,6
Une couleur jaune indique une réaction positive. La réaction est
souvent visible au bout de 20 min. Décomposition dé l’urée
(9.5.2.2) 1 O0
9.5.2.5 Milieu pour la réaction de Voges-Proskauer (7.2. IO)
Décarboxylation d la lysine
(9.5.2.3) 94,6
Mettre en suspension une anse de la colonie suspecte dans un
I
tube stérile contenant 0,2 ml du milieu VP (7.2.10.1).
Réaction à la fi-g lactosidase
98,5 5)
(9.5.2.41 B
Incuber à 35 OC ou à 37 OC1) durant 24 h.
Réaction de Vogfs-Proskauer
Après incubation, ajouter 2 gouttes de la solution de créatine
(9.5.2.5) 1 O0
(7.2.10.21, 3 gouttes de la solution éthanolique de naphtol-I
(7.2.10.3) et, ensuite, 2 gouttes de la solution d’hydroxyde de
Recherche de I‘indole
potassium (7.2.10.4), en agitant après avoir ajouté chaque
réactif. (9.5.2.6) , 98,9
,
1) La température devra être fixée par les parties concernées et précisée dans le procès-verbal d’jssai.
2) W. H. Ewing and M. M. Ball. The biochemical reactions of members of the genus Salmonella 1966). National Communicable Disease Center,
Atlanta, Georgia, USA. I
3) Ces pourcentages indiquent seulement que toutes les souches de Salmonella ne donnent pas le$ réactions par + ou - . Ces pourcentages peu-
vent varier d’un pays à un autre et dun produit à un autre.
4) La Salmonella typhi est anaérogène.
5) Les Salmonella du sous-genre 111 (Arizona) donnent des réactions lactose positives ou négatives bais sont toujours P-galactosidase positives. Les
Salmonella du sous-genre II donnent une réaction lactose négative, mais peuvent donner une réactiqn /3-galactosidase positive. Pour l’étude des sou-
ches, II peut être utile d‘effectuer des essais biochimiques complémentaires.
6
l
1
I
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9.5.3 Confirmation sérologique 9.5.4 Interprétation des réactions biochimiques et
sérologiques
La recherche de la présence des antigènes «O», ((Vi», ou «H»
des Salmonella est effectuée par une agglutination sur lame
Le tableau donne l'interprétation des essais de confirmations
avec les sérums appropriés, à partir de colonies pures (9.5.1 1, et
(9.5.2 et 9.5.31, effectués sur les colonies retenues (9.5.1).
après élimination des souches auto-agglutinables.
Tableau
Réactions auto- Réactions
9.5.3.1 Élimination des souches auto-agglutinables biochimiques I agglutination 1 sérologiques I Interprétation
Déposer, sur une lame de verre parfaitement propre, une
positive
goutte de la solution saline (7.2.13). étant des
Salmonella
Disperser, dans cette goutte, une fraction de la colonie à tester,
Typiques Non Toutes les
réactions
de manière à obtenir une suspension homogène et trouble.
négatives
Faire osciller la lame durant 30 à 60 s.
Typiques Oui Non effec- Peuvent être
tuées (voir des Salmonella
I 19.53.11 I
I
Observer le résultat sur fond noir, de préférence à l'aide d'une
Pas de Non Antigène «O»,
loupe.
réactions «Vi» ou «H»
typiques positive
Si les bactéries se sont rassemblées en masses plus ou moins
Pas de Non Toutes les Ne sont pas
distinctes, la souche est considérée comme auto-agglutinable
réactions réactions considérées
et ne doit pas être soumise aux essais suivants, la mise en évi-
typiques
négatives comme étant
dence des antigènes étant rendue impossible.
des Salmonella
9.5.5 Confirmation définitive
9.5.3.2 Mise en évidence des antigènes ((0))
Les souches considérées comme étant des Salmonella ou
A p
...
Questions, Comments and Discussion
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