ISO 23500-3:2024
(Main)Preparation and quality management of fluids for haemodialysis and related therapies — Part 3: Water for haemodialysis and related therapies
Preparation and quality management of fluids for haemodialysis and related therapies — Part 3: Water for haemodialysis and related therapies
This document specifies the minimum chemical and microbiological quality requirements, for water used for preparation of dialysis fluids, concentrates, and for the reprocessing of haemodialysers, together with the necessary steps to ensure conformity with the requirements. The document also provides guidance for the ongoing monitoring of the purity of such water in terms of chemical and microbiological quality. This document is applicable to — water used in the preparation of dialysis fluids for haemodialysis, haemodiafiltration and haemofiltration and the reprocessing of haemodialysers, and — water used in the preparation of concentrates. This document does not apply to dialysis fluid regenerating systems. The operation of water treatment equipment and the final mixing of treated water with concentrates to produce dialysis fluid are the sole responsibility of dialysis professionals.
Préparation et management de la qualité des liquides d'hémodialyse et de thérapies annexes — Partie 3: Eau pour hémodialyse et thérapies apparentées
Le présent document spécifie les exigences minimales de qualité chimique et microbiologique applicables à l’eau utilisée pour la préparation des liquides de dialyse et des concentrés, ainsi que le traitement des hémodialyseurs. Il décrit également les étapes nécessaires pour garantir la conformité aux exigences. Le document fournit en outre des recommandations pour la surveillance continue de la pureté de cette eau à l’égard de la qualité chimique et microbiologique. Le présent document est applicable à ce qui suit: — l’eau utilisée pour la préparation des liquides de dialyse pour hémodialyse, hémodiafiltration et hémofiltration, ainsi que pour le retraitement des hémodialyseurs; et — l’eau utilisée pour la préparation des concentrés. Le présent document ne concerne pas les systèmes de régénération des liquides de dialyse. Le fonctionnement de l’équipement de traitement de l’eau et le mélange final de l’eau traitée avec les concentrés pour produire le liquide de dialyse relèvent de l’entière responsabilité des néphrologues.
General Information
Relations
Standards Content (Sample)
International
Standard
ISO 23500-3
Second edition
Preparation and quality
2024-04
management of fluids for
haemodialysis and related
therapies —
Part 3:
Water for haemodialysis and related
therapies
Préparation et management de la qualité des liquides
d'hémodialyse et de thérapies annexes —
Partie 3: Eau pour hémodialyse et thérapies apparentées
Reference number
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Published in Switzerland
ii
Contents Page
Foreword .iv
Introduction .v
1 Scope . 1
2 Normative references . 1
3 Terms and definitions . 1
4 Requirements . 2
4.1 Dialysis water quality requirements .2
4.2 Chemical contaminant requirements.2
4.2.1 General .2
4.2.2 Organic carbon, pesticides and other chemicals .4
4.3 Dialysis water microbiological requirements .4
5 Tests for microbiological and chemical requirements . 4
5.1 Dialysis water microbiology .4
5.2 Microbial contaminant test methods .4
5.3 Chemical contaminants test methods .6
Annex A (informative) Rationale for the development and provisions of this document . 8
Bibliography .16
iii
Foreword
ISO (the International Organization for Standardization) is a worldwide federation of national standards
bodies (ISO member bodies). The work of preparing International Standards is normally carried out through
ISO technical committees. Each member body interested in a subject for which a technical committee
has been established has the right to be represented on that committee. International organizations,
governmental and non-governmental, in liaison with ISO, also take part in the work. ISO collaborates closely
with the International Electrotechnical Commission (IEC) on all matters of electrotechnical standardization.
The procedures used to develop this document and those intended for its further maintenance are described
in the ISO/IEC Directives, Part 1. In particular, the different approval criteria needed for the different types
of ISO document should be noted. This document was drafted in accordance with the editorial rules of the
ISO/IEC Directives, Part 2 (see www.iso.org/directives).
ISO draws attention to the possibility that the implementation of this document may involve the use of (a)
patent(s). ISO takes no position concerning the evidence, validity or applicability of any claimed patent
rights in respect thereof. As of the date of publication of this document, ISO had not received notice of (a)
patent(s) which may be required to implement this document. However, implementers are cautioned that
this may not represent the latest information, which may be obtained from the patent database available at
www.iso.org/patents. ISO shall not be held responsible for identifying any or all such patent rights.
Any trade name used in this document is information given for the convenience of users and does not
constitute an endorsement.
For an explanation of the voluntary nature of standards, the meaning of ISO specific terms and expressions
related to conformity assessment, as well as information about ISO's adherence to the World Trade
Organization (WTO) principles in the Technical Barriers to Trade (TBT), see www.iso.org/iso/foreword.html.
This document was prepared by Technical Committee ISO/TC 150, Implants for surgery, Subcommittee
SC 2, Cardiovascular implants and extracorporeal systems, in collaboration with the European Committee for
Standardization (CEN) Technical Committee CEN/TC 205, Non-active medical devices, in accordance with the
Agreement on technical cooperation between ISO and CEN (Vienna Agreement).
This second edition cancels and replaces the first edition (ISO 23500-3:2019), which has been technically
revised.
The main changes are as follows:
— the use of WHO Drinking Water Guideline as the drinking water quality reference has replaced the
previously used EPA Water quality requirements;
— thallium has been removed from the list of contaminants of other trace elements in dialysis water as no
published study reports that this contaminant is of particular concern in the setting of haemodialysis;
— alternatives to classic microbial analytical methods (endotoxin testing using recombinant Factor C [rFC])
have been incorporated.
A list of all parts in the ISO 23500 series can be found on the ISO website.
Any feedback or questions on this document should be directed to the user’s national standards body. A
complete listing of these bodies can be found at www.iso.org/members.html.
iv
Introduction
Assurance of adequate water quality is one of the most important aspects of ensuring a safe and effective
delivery of haemodialysis, haemodiafiltration or haemofiltration.
This document contains the minimum chemical and microbiological requirements for the water to be used
for preparation of dialysis fluids and concentrates, and for the reprocessing of haemodialysers and the
necessary steps to ensure conformity with those requirements.
Haemodialysis and related therapies such as haemodiafiltration can expose the patient to more than
500 l of water per week across the semi-permeable membrane of the haemodialyser or haemodiafilter.
Healthy individuals seldom have a weekly oral intake above 12 l. This over 40-fold increase in exposure
requires control and regular surveillance of water quality to avoid excesses of known or suspected harmful
substances. Since knowledge of potential injury from trace elements and contaminants of microbiological
origin over long periods is still growing and techniques for treating drinking water are continuously
developed, this document will evolve and be refined accordingly. The physiological effects attributable to
the presence of organic contaminants in dialysis water are important areas for research, however, the effect
of such contaminants on patients receiving regular dialysis treatment is largely unknown, consequently no
threshold values for organic contaminants permitted in water used for the preparation of dialysis fluids,
concentrates and reprocessing of haemodialysers has been specified in this document.
Within this document, current measurement techniques at the time of publication have been cited. Other
standard methods can be used, provided that such methods have been appropriately validated and are
comparable to the cited methods.
The final dialysis fluid is produced from concentrates or salts manufactured, packaged and labelled
according to ISO 23500-4 mixed with water meeting the requirements of this document. The operation of
water treatment equipment and haemodialysis systems, including ongoing surveillance of the quality of
water used to prepare dialysis fluids, and handling of concentrates and salts are the responsibility of the
haemodialysis facility and are addressed in ISO 23500-1. Haemodialysis professionals make choices about
the various applications (haemodialysis, haemodiafiltration, haemofiltration) and should understand the
risks of each and the requirements for safety for fluids used for each.
This document is directed towards manufacturers and providers of water treatment systems and also to
haemodialysis facilities.
The rationale for the development of this document is given in Annex A.
v
International Standard ISO 23500-3:2024(en)
Preparation and quality management of fluids for
haemodialysis and related therapies —
Part 3:
Water for haemodialysis and related therapies
1 Scope
This document specifies the minimum chemical and microbiological quality requirements, for water used
for preparation of dialysis fluids, concentrates, and for the reprocessing of haemodialysers, together with
the necessary steps to ensure conformity with the requirements. The document also provides guidance for
the ongoing monitoring of the purity of such water in terms of chemical and microbiological quality.
This document is applicable to
— water used in the preparation of dialysis fluids for haemodialysis, haemodiafiltration and haemofiltration
and the reprocessing of haemodialysers, and
— water used in the preparation of concentrates.
This document does not apply to dialysis fluid regenerating systems.
The operation of water treatment equipment and the final mixing of treated water with concentrates to
produce dialysis fluid are the sole responsibility of dialysis professionals.
2 Normative references
The following documents are referred to in the text in such a way that some or all of their content constitutes
requirements of this document. For dated references, only the edition cited applies. For undated references,
the latest edition of the referenced document (including any amendments) applies.
ISO 23500-1, Preparation and quality management of fluids for haemodialysis and related therapies — Part 1:
General requirements
3 Terms and definitions
For the purposes of this document, the terms and definitions given in ISO 23500-1 apply.
ISO and IEC maintain terminology databases for use in standardization at the following addresses:
— ISO Online browsing platform: available at https:// www .iso .org/ obp
— IEC Electropedia: available at https:// www .electropedia .org/
4 Requirements
4.1 Dialysis water quality requirements
The quality of the dialysis water, as specified in 4.2 and 4.3, shall be verified upon installation of a water
treatment system. Regular surveillance of the dialysis water quality shall be carried out thereafter.
NOTE Throughout this document, it is assumed that the water undergoing treatment is potable water and
therefore meets the appropriate regulatory requirements for such water. If the water supply is derived from an
alternate source such as a privately-owned borehole or well, contaminant levels cannot be as rigorously controlled.
4.2 Chemical contaminant requirements
4.2.1 General
Dialysis water shall not contain chemicals at concentrations in excess of those listed in Tables 1 and 2.
Table 1 does not include any recommendation for organic carbon, pesticides and other chemicals such
as pharmaceutical products and endocrine disruptors that can be present in feed water. It is technically
difficult and costly to measure such substances on a routine basis. The effect of their presence on
haemodialysis patients is difficult to specify and consequences of exposure are probably of a long-term
nature. Furthermore, there is an absence of evidence of their widespread presence in water although it is
recognized that inadvertent discharges are possible. In view of this, it is not at present possible to specify
limits for their presence in water used in the preparation of dialysis fluid.
Nanofiltration and reverse osmosis are capable of significant rejection of many such compounds. Granular
activated carbon (GAC) is also highly effective at removing majority of these chemicals. However, as granular
activated carbon is widely used in the removal chlorine/chloramine, their use in the removal of organic
carbons, pesticides and other chemicals will be dependent upon the size of the carbon filters and/or beds
and users shall be aware of appropriate dimensioning since the majority of carbon valences can be already
occupied and not available for further removal activity.
NOTE 1 See Clause A.3 for an explanation of the values in Tables 1 and 2.
NOTE 2 The maximum allowable levels of contaminants listed in Tables 1 and 2 include the anticipated uncertainty
associated with the analytical methodologies listed in Table 4.
Where the dialysis water is used to reprocess haemodialysers (cleaning, testing and mixing of disinfectants),
the user is cautioned that the dialysis water shall meet the requirements of this document. The dialysis
water should be measured at the input to the dialyser reprocessing equipment.
a
Table 1 — Maximum allowable levels of toxic chemicals and dialysis fluid electrolytes in dialysis water
b
Maximum concentration
Contaminant
mg/l
Contaminants with documented toxicity in haemodialysis
Aluminium 0,01
c
Total chlorine 0,1
Copper 0,1
Fluoride 0,2
Lead 0,005
Nitrate (as N) 2
Sulfate 100
Zinc 0,1
Electrolytes normally included in dialysis fluid
Calcium 2 (0,05 mmol/l)
Magnesium 4 (0,15 mmol/l)
Potassium 8 (0,2 mmol/l)
Sodium 70 (3,0 mmol/l)
a
A physician in charge of dialysis has the ultimate responsibility for ensuring the quality of water used for dialysis.
b
The reader is cautioned to refer to the latest edition of this document to ensure that there have been no changes to this table.
b
Unless otherwise indicated.
c
When chlorine is added to water, some of the chlorine reacts with organic materials and metals in the water and is not
available for disinfection (i.e. the chlorine demand of the water). The remaining chlorine is the total chlorine and is the sum of
free or non-bound chlorine and combined chlorine.
Total chlorine is usually measured on site by appropriately trained personnel in water prior to entering the treatment system.
Additional measurements in the treated water are not necessary provided that the pre-treatment concentration level is below
the permitted limit.
There is no direct method for the measurement of chloramine. It is generally established by measuring total and free chlorine
concentrations and calculating the difference. When total chlorine tests are used as a single analysis the maximum level for both
chlorine and chloramine shall not exceed 0,1 mg/l. Since there is no distinction between chlorine and chloramine, this safely
assumes that all chlorine present is chloramine.
NOTE The maximum allowable levels of contaminants listed include the anticipated uncertainty associated with the analytical
methodologies used to establish the values shown.
Table 2 — Maximum allowable levels of other trace elements in dialysis water
a
Contaminant Maximum concentration
mg/l
Antimony 0,006
Arsenic 0,005
Barium 0,1
Beryllium 0,000 4
Cadmium 0,001
Chromium 0,014
Mercury 0,000 2
Selenium 0,09
Silver 0,005
a
The reader is cautioned to refer to the latest edition of this document to ensure that no changes have been made to the
maximum concentrations shown.
NOTE The maximum allowable levels of contaminants listed in include the anticipated uncertainty associated with the
analytical methodologies to establish the values shown.
4.2.2 Organic carbon, pesticides and other chemicals
The presence of organic compounds, such as pesticides, polycyclic aromatic hydrocarbons and other
chemicals such as pharmaceutical products and endocrine disruptors in respect of haemodialysis patients
are difficult to specify. Consequences of exposure are probably of a long-term nature and it is technically
difficult and costly to measure these substances on a routine basis. Furthermore, there is an absence of
evidence of their widespread presence in water although it is recognized that inadvertent discharges are
possible. In view of this, it is at present not possible to specify limits for their presence in water used in the
preparation of dialysis fluid.
4.3 Dialysis water microbiological requirements
Total viable microbial counts in dialysis water shall be less than 100 CFU/ml. An action level shall be set
based on knowledge of the microbial dynamics of the system. Typically, the action level will be 50 % of the
maximum allowable level.
Endotoxin content in dialysis water shall be less than 0,25 EU/ml. An action level shall be set, typically at
50 % of the maximum allowable level.
Fungi (yeasts and filamentous fungi) can coexist with bacteria and endotoxin in the dialysis water. Further
studies on the presence of fungi in haemodialysis water systems, their role in biofilm formation and their
clinical significance are required and in view of this, no recommendation in respect of permitted maximum
limits is made.
Some integrated, validated systems, and other new systems by alternative design can provide ultrapure
dialysis water with <0,1 CFU/ml and <0,03 EU/ml. By mixing with sterile and non-pyrogenic concentrates
and by utilising sterile and non-pyrogenic dialysis fluid pathway, ultrapure dialysis fluid can be produced in
such integrated and validated systems.
NOTE See Clause A.4 for a history of these requirements.
5 Tests for microbiological and chemical requirements
5.1 Dialysis water microbiology
Samples shall be collected where a dialysis machine connects to the water distribution loop, and from a
sample point in the distal segment of the loop or where such water enters a mixing tank.
Samples should be analysed as soon as possible after collection to avoid unpredictable changes in the
microbial population. If samples cannot be analysed within 4 h of collection, they should be stored at <10 °C
without freezing until ready to transport to the laboratory for analysis. Sample storage for more than 24 h
should be avoided and sample shipping should be done according to the laboratory’s instructions.
Total viable counts (standard plate counts) shall be obtained using conventional microbiological assay
procedures (pour plate, spread plate, membrane filter techniques). Membrane filtration is the preferred
method for this test. Other methods may be used, provided that such methods have been appropriately
validated and are comparable to the cited methods. The use of the calibrated loop technique is not acceptable.
5.2 Microbial contaminant test methods
Methodology to establish microbial contaminant levels is given in Table 3. Such methods provide only a
relative indication of the bioburden rather than an absolute measure.
Recommended methods and cultivation conditions can also be found in ISO 23500-4 and ISO 23500-5 as well
as this document (see Table 3). The methodology detailed uses tryptone glucose extract agar (TGEA) and
Reasoner’s agar no. 2 (R2A) incubated at 17 °C to 23 °C for 7 d and tryptic soy agar (TSA) at an incubation
[17]
temperature of 35 °C to 37 °C and an incubation time of 48 h. The background for the inclusion of TSA for
dialysis water and dialysis fluid used for standard dialysis is explained in Clause A.4.
Different media types and incubation periods can result in varying colony concentrations and types of
[18]-[21]
microorganisms recovered. Furthermore, the use of R2A has been shown to result in higher colony
counts than TSA for dialysis water and dialysis fluids samples. In a more recent publication, the authors
indicated that there were no significant differences when comparing the microbial burden of dialysis water
and dialysis fluid used for the standard dialysis fluid yielding colony counts ≥50 CFU/ml when assayed using
[17]
R2A incubated at 17 °C to 23 °C for 7 d and TSA incubated at 35 °C to 37 °C for 48 h.
Historic studies with TGEA incubated at 17 °C to 23 °C for a period of 7 d also yielded higher colony counts
[17]
than TSA. Maltais et al. in their comparison of TGEA with TSA showed that the proportion of dialysis
water samples yielding colony counts ≥50 CFU/ml was significantly different from that found using TSA at
an incubation temperature of 35 °C to 37 °C and an incubation time of 48 h (p = 0,001). The proportions of
dialysis fluid samples in which microbial burden was ≥50 CFU/ml were not significantly different on the two
media and incubation conditions.
The culture medium and incubation times selected should be based on the type of fluid to be analysed for
example, standard dialysis fluid, water used in the preparation of standard dialysis fluid, ultrapure dialysis
fluid, water used for the preparation of ultrapure dialysis fluid or fluid used for online therapies such as
haemodiafiltration. The method selected, should be based on the analysis of the advantages, disadvantages
and sensitivity, of each of the methods detailed above in this subclause. According to the United States
Pharmacopeia (USP), the decision to use longer incubation times should be made after balancing the need
for timely information and the type of corrective actions required when the alert or action level is exceeded
with the ability to recover the microorganisms of interest. The advantages gained by incubating for longer
times namely recovery of injured microorganisms, slow growers, or more fastidious microorganisms, should
be balanced against the need to have a timely investigation and take corrective action, as well as the ability
of these microorganisms to detrimentally affect products or processes (e.g. patient safety). Other methods
may be used, provided that such methods have been appropriately validated and are comparable to the cited
methods. Blood agar and chocolate agar shall not be used.
Currently, there are no requirements for routine surveillance for the presence of fungi (i.e. yeasts and
filamentous fungi) which can coexist with other microbial species, however if an indication of their
presence is required, membrane filtration is the preferred method to provide a sample suitable for analysis.
Culture media used should be Sabouraud or malt extract agar (MEA) media. Other methods may be used,
provided that such methods have been appropriately validated and are comparable to the cited methods.
An incubation temperature of 17 °C to 23 °C and an incubation time of 168 h (7 d) are recommended. Other
incubation times and temperatures can be used, provided it has been demonstrated that such methods have
been appropriately validated and are comparable to the cited methods.
Microbial endotoxins are assayed using the Limulus amoebocyte lysate (LAL) test. Current pharmacopoeias
(USP, European and Japanese pharmacopoeias) acknowledge different testing techniques.
The most frequently used test for microbial endotoxins, the LAL test is based on the humoral coagulation
cascade of the horseshoe crab Limulus polyphemus. The first enzyme in this coagulation cascade reacts with
endotoxin and is called Factor C. This factor is now produced recombinantly (i.e. using biotechnology) and
offered as the rFC test by several manufacturers for the determination of microbial endotoxins. Compared
to the LAL test, the rFC test has proven to be at least as sensitive and reliable, but less susceptible to certain
interfering factors and batch fluctuations. Due to biotechnological production, no live animals are required
as blood donors.
This new method has been incorporated into the European Pharmacopoeia (Ph.Eur) (<2.6.32> Endotoxins
[44]
using recombinant factor C) , the Japanese Pharmacopeia ( Bacterial Endotoxins Test and
[45]
Alternative Methods using Recombinant Protein-reagents for Endotoxin Assay) and the USP and the
National Formulary (USP–NF) (<1085.1> Use of Recombinant Reagents in the Bacterial Endotoxins Test -
[46]
Photometric and Fluorometric Methods Using Recombinantly Derived Reagents) .
Table 3 — Culture techniques
Culture medium Incubation temperature Incubation time
TGEA 17 °C to 23 °C 7 d
R2A 17 °C to 23 °C 7 d
a
Sabouraud or malt extract agar 17 °C to 23 °C 7 d
b
TSA 35 °C to 37 °C 48 h
a
Intended for the quantification of yeasts and filamentous fungi. Currently, there are no requirements in this document for their routine
surveillance; they have been included for completeness.
b [11]
The use of TSA has only been validated for dialysis water and standard dialysis fluid.
5.3 Chemical contaminants test methods
Conformity with the requirements listed in Table 1 and 2 can be shown by using the chemical analysis
methods detailed in Table 4 or by any other equivalent validated analytical method. Where testing for the
individual trace elements listed in Table 2 is not available, and the source water can be demonstrated to
[16]
meet the standards for potable water as specified by the WHO , an analysis for total heavy metals can be
used with a maximum allowable level of 0,1 mg/l. If neither of these options is available, conformity with
the requirements of Table 2 can be met by using water that can be demonstrated to meet the potable water
requirements of the WHO and a reverse osmosis system with a rejection of >90 % based on conductivity,
resistivity or TDS. Samples shall be collected at the end of the water purification cascade or at the most
distal point in each water distribution loop.
Table 4 — Analytical test methods for chemical contaminants
Contaminant Analytical technique Reference, method
Inductively coupled plasma mass spectrometry (ICP-MS) or atomic absorption
[4] [14]
Aluminium ISO 17294-2 , APHA Method 3113
(electrothermal)
[4] [9]
Antimony ICP-MS or atomic absorption (platform) ISO 17294-2 , EPA Method 200.7
[4] [14]
Arsenic ICP-MS or atomic absorption (gaseous hydride) ISO 17294-2 , APHA Method 3114
[4] [14]
Barium ICP-MS or atomic absorption (electrothermal) ISO 17294-2 , APHA Method 3113
[4] [9]
Beryllium ICP-MS or atomic absorption (platform) ISO 17294-2 , EPA Method 200.7
[4] [14]
Cadmium ICP-MS or atomic absorption (electrothermal) ISO 17294-2 , APHA Method 3113
[4] [14]
ICP-MS or ethylene diamine tetraacetic acid (EDTA) titrimetric method or ISO 17294-2 , APHA Method 3500-Ca D ,
Calcium
[14]
atomic absorption (direct aspiration) or ion specific electrode APHA Method 3111B
N-diethyl-p-phenylenediamine (DPD) ferrous titrimetric method or DPD
[14]
APHA Method 4500-Cl F ,
Total chlorine colorimetric method or Thio-Michler’s Ketone (TMK/MTK) colorimetric
[14]
APHA Method 4500-Cl G
method
[4] [14]
Chromium ICP-MS or atomic absorption (electrothermal) ISO 17294-2 , APHA Method 3113
[4] [14]
ISO 17294-2 , APHA Method 3111 ,
Copper ICP-MS or atomic absorption (direct aspiration) or neocuproine method
[14]
APHA Method 3500-Cu D
[2] [3]
Ion chromatography or ion selective electrode method or sodium 2- ISO 10304-1 , ISO 10359-1 ,
- [14]
Fluoride (parasulfophenylazo)-1,8-dihydroxy-3,6-naphthalenedisulfonate (SPADNS) APHA Method 4500-F C ,
- [14]
method APHA Method 4500-F D
[4] [14]
Lead ICP-MS or atomic absorption (electrothermal) ISO 17294–2 , APHA Method 3113
[4] [14]
ISO 17294–2 , APHA Method 3111 , EPA
Magnesium ICP-MS or atomic absorption (direct aspiration) or ion chromatography
[8]
300.7
[14]
Mercury Flameless cold vapour technique (atomic absorption) APHA Method 3112
[2] [1]
Ion chromatography or spectrophotometric method using sulfosalicylic acid or ISO 10304–1 , ISO 7890-3 ,
Nitrate
[14]
cadmium reduction method APHA Method 4500-NO E
[3] [14]
ISO 17294-2 , APHA Method 3111 ,
Inductively coupled plasma mass spectrometry or atomic absorption
[14]
Potassium APHA Method 3500-K D ,
(direct aspiration) or flame photometric method or ion specific electrode
[14]
APHA Method 3500-K E
[4] [14]
ICP-MS or atomic absorption (gaseous hydride) ISO 17294-2 , APHA Method 3114 ,
Selenium
[14]
or atomic absorption (electrothermal) APHA Method 3113
Inductively coupled plasma mass spectromety
[4] [14]
Silver ISO 17294-2 , APHA Method 3113
or atomic absorption (electrothermal)
[4] [14]
ICP-MS or atomic absorption (direct aspiration) or flame photometric method ISO 17294-2 , APHA Method 3111 ,
Sodium
[14]
or ion specific electrode APHA method 3500-Na D
TTaabblle 4 e 4 ((ccoonnttiinnueuedd))
Contaminant Analytical technique Reference, method
[3] 2- [14]
Sulfate Ion chromatography or turbidimetric method ISO 10304-1 , APHA Method 4500-SO E
[13]
European Pharmacopoeia, 5.20 ,
Total heavy
[13]
Colorimetric method European Pharmacopoeia 2.4.20 ,
metals
[10] [11]
USP–NF <232> , USP–NF <233>
[4] [14]
ISO 17294-2 , APHA Method 3111 ,
Zinc ICP-MS or atomic absorption (direct aspiration) or dithizone method
[14]
APHA Method 3500-Zn D
Annex A
(informative)
Rationale for the development and provisions of this document
A.1 General
Water treated according to the requirements of this document is predominantly used for the preparation of
dialysis fluid but can also be used for other applications such as the reprocessing of haemodialysers intended
for multiple use. When dialysis water is mixed with concentrated electrolyte solutions manufactured
according to ISO 23500-4, the requirements detailed in ISO 23500-5 apply.
A.2 Feed water
The water used in the preparation of dialysis fluid usually originates as potable water from a municipal
water supply, although in some instances the water can be from a local borehole or well. Potable water
complies with the WHO Guidelines for drinking water, or its local equivalent. These requirements specify
the permitted water contaminants and their levels. As dialysis patients are exposed to larger volumes of
water than the general population, the water needs to undergo additional treatment to reduce any risk from
water contaminants and to meet the appropriate requirements detailed in 4.2 and 4.3.
If the feed water to the water treatment infrastructure is via an indirect feed, for example, a hospital water
system, disinfectants and antimicrobial agents can be added to supress the development of legionella
within the water system. Commonly used agents include hydrogen peroxide and silver stabilized hydrogen
peroxide. Unintended exposure to both have resulted in adverse events in dialysis patients as remaining
residues cannot be removed by reverse osmosis and rely on the use of activated carbon.
If drinking water has chlorine and/or chloramine added to minimize bacterial content, both of these
compounds are toxic to dialysis patients and are removed by the water treatment system as outlined in
ISO 23500-2. Removal of those compounds renders the water susceptible to microbial proliferation and
biofouling unless appropriate preventative measures are taken as outlined in ISO 23500-1.
While the majority of bacteria in the feed water are faecal in origin and the measures that the water
utility takes are intended to minimize their proliferation, the feed water can also contain other microbial
compounds such as cyanotoxins that occur in the presence of cyanobacteria or blue green algae.
Cyanotoxins are considered natural contaminants that occur worldwide. Specific classes of cyanotoxins
have shown regional prevalence. The Americas encompassing North Central and South America often show
high concentrations of microcystin, anatoxin-a and cylindrospermopsin in freshwater, whereas those in
Australia often show high concentrations of microcystin, cylindrospermopsin and saxitoxins. Other less
frequently reported cyanotoxins include lyngbyatoxin A, debromoaplysiatoxin and beta-N-methylamino-L-
[17]
alanine. Cyanobacterial blooms usually occur according to a combination of environmental factors, for
example, nutrient concentration, water temperature, light intensity, salinity, water movement, stagnation
and residence time, as well as several other variables. Cyanotoxins are primarily produced intracellularly
during the exponential growth phase. Release of toxins into water can occur during cell death or senescence
but can also be due to evolutionary-derived or environmentally-mediated circumstances such as allelopathy
[22]
or relatively sudden nutrient limitation .
In many countries, cyanotoxins have been viewed primarily as a recreational water issue. However, there is
a growing awareness of the public health risk they pose in drinking water and thus the need to monitor and
remove cyanotoxins in the drinking water treatment process. The WHO has established a suggested drinking
water guideline value of 1 μg/l and a recreational exposure guideline value of 10 μg/l for microcystin-LR.
Health Canada has also published a drinking water standard of 1,5 μg/l for microcystin-LR, while in the
United States, the EPA has developed health advisory recommendations for concentrations of cyanotoxins in
drinking water, namely that for adults, the recommended levels for drinking water are at or below 1,6 μg/l
for microcystins and 3,0 μg/l for cylindrospermopsin.
Currently, water utilities do not regularly look for cyanobacterial toxins in the water supply unless
cyanobacteria are present in the source water. Once cyanobacteria are detected in the water supply,
treatment can remove them using a variety of different methods, such as clarification or membrane filtration,
adsorption on activated carbon or reverse osmosis and chemical oxidation by ozonation or chlorination.
A.3 Chemical contaminants in dialysis water
A.3.1 General
Chemical contaminants present in potable water can pose a risk to the patient receiving dialysis treatment.
Contaminants identified as needing restrictions on their allowable level compared with potable water have
been divided into three groups for the purposes of this document:
a) chemicals known to cause toxicity in dialysis patients,
b) physiological substances that can adversely affect the patient if present in the dialysis fluid in excessive
amounts, and
c) trace elements.
A.3.2 Chemicals known to cause toxicity in dialysis patients
Chemicals known to cause toxicity to dialysis patients include those which are added to drinking water for
public health benefits. Fluoride can be present naturally in potable water or be added in low concentrations
to minimize dental caries. The maximum limit for this compound in drinking water is set at 1,5 mg/l. The
toxicity of fluoride in dialysis patients at the levels present in fluoridated water, is questionable. In the
absence of a consensus on fluoride's role in uraemic bone disease, it was initially thought prudent to restrict
the fluoride level of dialysis fluid. Isolated cases of acute exposure of dialysis patients to elevated levels
of fluoride has been described in the scientific literature. Fluoride levels of up to 50 mg/l were found in
water used for dialysis that was treated only with a water softener. In another case, where deionizers were
allowed to exhaust, 12 of 15 patients became acutely ill from fluoride intoxication and three of the patients
died from ventricular fibrillation. In another publication, the death of one patient was reported as a result of
[23]
accidental over fluoridation of a municipal water supply .
Aluminium is toxic to haemodialysis patients. Salts of aluminium, such as alum, are added to drinking
water in order to facilitate chemical precipitation and flocculation of colloidal particles (turbidity). In
[24]
haemodialysis patients, exposure to aluminium can result in severe neurologic symptoms.
The maximum aluminium level set for dialysis water has been specified to prevent accumulation of this
toxic metal in the patient. Despite this, occasional sporadic outbreaks of aluminium intoxication have been
[25],[26]
reported.
Aluminium in potable water can increase suddenly from changes in the method of water treatment. As
with fluoride, water treatment would provide a measure of safety even if the aluminium levels increase
dramatically between chemical tests of the dialysis water.
Chlorine and/or chloramines (reaction products of chlorine and ammonium) are added to drinking water
as disinfectants. Chloramines are used in place of chlorine to minimize the toxicity of chlorine by-products.
Exposure of haemodialysis patients to free chlorine to a maximum level of 0,5 mg/l and combined chlorine/
chloramines to a maximum level of 0,1 mg/l is necessary to protect the haemodialysis patient from
[27]-
haemolytic reactions (haemolysis, haemolytic anaemia and methemoglobinemia) and EPO resistance.
[30]
Chlorine can be present in water as both free chlorine and chlorine in chemically combined forms such
as chloramine. Determining the level of chloramine typically involves measuring both total chlorine and
free chlorine and assigning the difference in concentrations to chloramine. During the second revision of
this document in 2008 (i.e. ISO 13959:2009), to simplify this, a maximum allowable level for total chlorine
at the same value used previously for chloramine (0,1 mg/l) was chosen thus permitting a single test to be
used. It should be noted that total chlorine is specified as the sum of free chlorine and combined chlorine.
When total chlorine tests are used as a single analysis the maximum level for both chlorine and chloramine
shall not exceed 0,1 mg/l. Since there is no distinction between chlorine and chloramine, this safely assumes
that all chlorine present is chloramine.
At the time of revision of the previous versions of this document, some municipal water suppliers were
considering the use of chlorine dioxide as a disinfectant for potable water supplies. Its use in the treatment
of water for building services has grown significantly in recent years, driven by increased awareness of
biological related health issues, the need to conserve energy and the simplicity of use of chlorine dioxide
systems. When used, chlorine dioxide is termed a ‘dispersive’ treatment, this means that the chlorine
dioxide is dosed into the water system and travels around the entire water system, providing a ‘residual’
level of treatment. This means that the applied chlorine dioxide can continue to kill bacteria in all areas of
the system that it reaches and not just at the point of use.
When chlorine dioxide is used as a disinfectant, residual chlorine dioxide and a range of breakdown
products namely chlorite, chlorate, and organic disinfection by products (DBPs) results. Little information
can be found about the potential for chlorine dioxide and its daughter products to be toxic to haemodialysis
patients. A limited study of 17 patients unknowingly treated with dialysis water prepared by carbon and
[31]
reverse osmosis from water disinfected with chlorine dioxide showed no evidence of adverse effects.
In this study, the dialysis water used to prepare dialysis fluid contained 0,02 mg/l to 0,08 mg/l of chlorite
ions and no detectable chlorate ions. However, the patient population was small, and potentially important
haematological parameters were not measured. Further, there was only sparse data included on the removal
of chlorine dioxide, chlorite ions and chlorate ions by carbon and reverse osmosis, and it was not clear that
sufficiently sensitive methods were available for their analysis in a dialysis facility. In view of this, there is
no basis for setting maximum allowable levels of chlorine dioxide, chlorite ions or chlorate ions in water to
be used for dialysis applications, or for making recommendations on methods for their removal at this time.
However, in specifying water purification systems for use in the production of dialysis water, users and
providers should be aware of the possibility that municipal water suppliers can switch to chlorine dioxide as
a disinfectant.
Sulfate can be found in almost all natural waters. The origin of most sulfate compounds is the oxidation of
sulphite ores, the presence of shales or industrial wastes. Sulfate is one of the major dissolved components of
rain. At levels above 200 mg/l, it has been related to nausea, vomiting and metabolic acidosis. The symptoms
disappear when the level remains below 100 mg/l.
Nitrates are a marker for bacterial contamination and fertilizer runoff and have caused methemoglobinemia.
[32]
They should, therefore, be permitted only at very low levels. In areas where ground water nitrate content
is high, reverse osmosis alone cannot always be guaranteed to reduce the levels to meet requirements.
Additional nitrate removal using a nitrate selective anion, an ion-exchange resin to specifically remove
nitrate installed upstream of the reverse osmosis system can be necessary.
Both copper and zinc toxicity have been demonstrated when these substances are present in dialysis fluid
[16]
at levels below those permitted by drinking water standards . Levels for dialysis water are set below that
permitted in drinking water for both copper and zinc.
Public health measures over the past four decades have reduced the level of lead in drinking water.
Nevertheless, in older properties that have not been renovated, interior piping as well as the piping connecting
the property to the municipal or main supply can still be made of lead and result in elevated blood lead
[33]
levels . The use of chlorami
...
Norme
internationale
ISO 23500-3
Deuxième édition
Préparation et management de la
2024-04
qualité des liquides d'hémodialyse
et de thérapies annexes —
Partie 3:
Eau pour hémodialyse et thérapies
apparentées
Preparation and quality management of fluids for haemodialysis
and related therapies —
Part 3: Water for haemodialysis and related therapies
Numéro de référence
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Publié en Suisse
ii
Sommaire Page
Avant-propos .iv
Introduction .v
1 Domaine d’application . 1
2 Références normatives . 1
3 Termes et définitions . 1
4 Exigences . 2
4.1 Exigences de qualité relatives à l’eau de dialyse .2
4.2 Exigences relatives aux contaminants chimiques .2
4.2.1 Généralités .2
4.2.2 Carbone organique, pesticides et autres substances chimiques .4
4.3 Exigences microbiologiques relatives à l’eau de dialyse .4
5 Essais relatifs aux exigences microbiologiques et chimiques . 4
5.1 Microbiologie de l’eau de dialyse .4
5.2 Méthodes d’essai des contaminants microbiens .4
5.3 Méthodes d’essai des contaminants chimiques .6
Annexe A (informative) Justification de l’élaboration et des dispositions du présent document . 8
Bibliographie . 17
iii
Avant-propos
L’ISO (Organisation internationale de normalisation) est une fédération mondiale d’organismes nationaux
de normalisation (comités membres de l’ISO). L’élaboration des Normes internationales est en général
confiée aux comités techniques de l’ISO. Chaque comité membre intéressé par une étude a le droit de faire
partie du comité technique créé à cet effet. Les organisations internationales, gouvernementales et non
gouvernementales, en liaison avec l’ISO participent également aux travaux. L’ISO collabore étroitement avec
la Commission électrotechnique internationale (IEC) en ce qui concerne la normalisation électrotechnique.
Les procédures utilisées pour élaborer le présent document et celles destinées à sa mise à jour sont
décrites dans les Directives ISO/IEC, Partie 1. Il convient, en particulier de prendre note des différents
critères d’approbation requis pour les différents types de documents ISO. Le présent document
a été rédigé conformément aux règles de rédaction données dans les Directives ISO/IEC, Partie 2
(voir www.iso.org/directives).
L’attention est attirée sur le fait que certains des éléments du présent document peuvent faire l’objet
de droits de propriété intellectuelle ou de droits analogues. L’ISO ne saurait être tenue pour responsable
de ne pas avoir identifié de tels droits de propriété et averti de leur existence. Les détails concernant les
références aux droits de propriété intellectuelle ou autres droits analogues identifiés lors de l’élaboration du
document sont indiqués dans l’Introduction et/ou dans la liste des déclarations de brevets reçues par l’ISO
(voir www.iso.org/brevets).
Les appellations commerciales éventuellement mentionnées dans le présent document sont données pour
information, par souci de commodité, à l’intention des utilisateurs et ne sauraient constituer un engagement.
Pour une explication de la nature volontaire des normes, la signification des termes et expressions
spécifiques de l’ISO liés à l’évaluation de la conformité, ou pour toute information au sujet de l’adhésion de
l’ISO aux principes de l’Organisation mondiale du commerce (OMC) concernant les obstacles techniques au
commerce (OTC), voir le lien suivant: www.iso.org/iso/fr/avant-propos.
Le présent document a été élaboré par le comité technique ISO/TC 150, Implants chirurgicaux, sous-comité
SC 2, Implants cardiovasculaires et circuits extra-corporels en collaboration avec le comité technique CEN/
TC 205, Dispositifs médicaux non actifs, du Comité européen de normalisation (CEN) conformément à l’Accord
de coopération technique entre l’ISO et le CEN (Accord de Vienne).
Cette deuxième édition annule et remplace la première édition (ISO 23500-3:2019) qui a fait l’objet d’une
révision technique.
Les principales modifications sont les suivantes:
— l’utilisation des lignes directrices de l’OMS relatives à l’eau de boisson comme référence de qualité de
l’eau de boisson remplace les exigences de qualité de l’eau de l’EPA précédemment utilisées;
— le thallium a été supprimé de la liste des contaminants des autres éléments traces dans l’eau de dialyse,
aucune étude publiée n’indiquant que ce contaminant est particulièrement préoccupant dans le cadre de
l’hémodialyse;
— des alternatives aux méthodes d’analyse microbiennes classiques (analyse des endotoxines au moyen de
Facteur C recombinant [rFC] ) ont été intégrées.
Une liste de toutes les parties de la série ISO 23500 se trouve sur le site web de l’ISO.
Il convient que l’utilisateur adresse tout retour d’information ou toute question concernant le présent
document à l’organisme national de normalisation de son pays. Une liste exhaustive desdits organismes se
trouve à l’adresse www.iso.org/fr/members.html.
iv
Introduction
L’assurance d’une qualité d’eau adéquate est l’un des aspects les plus importants pour garantir une
hémodialyse, une hémodiafiltration ou une hémofiltration sans danger et efficace.
Le présent document spécifie les exigences chimiques et microbiologiques minimales applicables à l’eau
utilisée pour la préparation des liquides de dialyse et des concentrés et le traitement des hémodialyseurs. Il
décrit également les étapes nécessaires pour garantir la conformité à ces exigences.
L’hémodialyse et les thérapies annexes telles que l’hémodiafiltration peuvent exposer le patient à plus
de 500 l d’eau par semaine à travers la membrane semi-perméable de l’hémodialyseur ou de l’hémodiafiltre.
Les individus en bonne santé ingèrent rarement plus de 12 l d’eau par semaine. Cette augmentation de plus
de 40 fois exige un contrôle et une surveillance régulière de la qualité de l’eau pour éviter tout excédent
de substances nocives connues ou suspectées. Étant donné que les risques de lésion due à des éléments
traces et à des contaminants d’origine microbiologique sur de longues périodes sont de mieux en mieux
connus et que les techniques de traitement de l’eau potable évoluent en permanence, le présent document
est donc appelé à évoluer et à être amélioré en conséquence. Les effets physiologiques attribuables à la
présence de contaminants organiques dans l’eau de dialyse constituent un domaine de recherche important.
Cependant, les effets de ces contaminants sur les patients recevant un traitement régulier de dialyse sont
en grande partie méconnus; de ce fait, aucune valeur seuil pour les contaminants organiques autorisés
dans l’eau utilisée pour la préparation des liquides de dialyse et les concentrés et pour le retraitement des
hémodialyseurs n’a été spécifiée dans le présent document.
Les techniques de mesurage en vigueur au moment de la publication sont citées dans le présent document.
D’autres méthodes normalisées peuvent être utilisées, à condition d’avoir été validées de manière appropriée
et qu’elles soient comparables aux méthodes citées.
Le liquide de dialyse final est produit à partir de concentrés ou de sels produits, emballés et étiquetés
conformément à l’ISO 23500-4, mélangés avec de l’eau conforme aux exigences du présent document.
Le fonctionnement de l’équipement de traitement de l’eau et des systèmes d’hémodialyse, y compris la
surveillance continue de la qualité de l’eau utilisée pour préparer les liquides de dialyse et la manipulation
des concentrés et des sels, est sous la responsabilité du centre d’hémodialyse et est traité dans l’ISO 23500-1.
Les professionnels de l’hémodialyse font un choix parmi les différentes applications (hémodialyse,
hémodiafiltration, hémofiltration) et il convient qu’ils connaissent les risques et les exigences de sécurité
applicables aux liquides utilisés pour chaque application.
Le présent document s’adresse aux fabricants et aux fournisseurs de systèmes de traitement de l’eau, ainsi
qu’aux centres d’hémodialyse.
La justification de l’élaboration du présent document est fournie à l’Annexe A.
v
Norme internationale ISO 23500-3:2024(fr)
Préparation et management de la qualité des liquides
d'hémodialyse et de thérapies annexes —
Partie 3:
Eau pour hémodialyse et thérapies apparentées
1 Domaine d’application
Le présent document spécifie les exigences minimales de qualité chimique et microbiologique applicables
à l’eau utilisée pour la préparation des liquides de dialyse et des concentrés, ainsi que le traitement des
hémodialyseurs. Il décrit également les étapes nécessaires pour garantir la conformité aux exigences. Le
document fournit en outre des recommandations pour la surveillance continue de la pureté de cette eau à
l’égard de la qualité chimique et microbiologique.
Le présent document est applicable à ce qui suit:
— l’eau utilisée pour la préparation des liquides de dialyse pour hémodialyse, hémodiafiltration et
hémofiltration, ainsi que pour le retraitement des hémodialyseurs; et
— l’eau utilisée pour la préparation des concentrés.
Le présent document ne concerne pas les systèmes de régénération des liquides de dialyse.
Le fonctionnement de l’équipement de traitement de l’eau et le mélange final de l’eau traitée avec les
concentrés pour produire le liquide de dialyse relèvent de l’entière responsabilité des néphrologues.
2 Références normatives
Les documents suivants sont cités dans le texte de sorte qu’ils constituent, pour tout ou partie de leur
contenu, des exigences du présent document. Pour les références datées, seule l’édition citée s’applique. Pour
les références non datées, la dernière édition du document de référence s’applique (y compris les éventuels
amendements).
ISO 23500-1, Préparation et management de la qualité des liquides d’hémodialyse et de thérapies annexes —
Partie 1: Exigences générales
3 Termes et définitions
Pour les besoins du présent document, les termes et définitions de l’ISO 23500-1 s’appliquent.
L’ISO et l’IEC tiennent à jour des bases de données terminologiques destinées à être utilisées en normalisation,
consultables aux adresses suivantes:
— ISO Online browsing platform: disponible à l’adresse https:// www .iso .org/ obp
— IEC Electropedia: disponible à l’adresse https:// www .electropedia .org/
4 Exigences
4.1 Exigences de qualité relatives à l’eau de dialyse
La qualité de l’eau de dialyse, telle qu’indiquée en 4.2 et 4.3, doit être contrôlée lors de l’installation d’un
système de traitement de l’eau. Une surveillance régulière de la qualité de l’eau de dialyse doit être réalisée
ensuite.
NOTE Dans le présent document, il est présumé que l’eau soumise au traitement est de l’eau potable et satisfait
par conséquent aux exigences réglementaires appropriées correspondantes. Si l’alimentation en eau provient d’une
autre source, telle qu’un puits ou un forage privé, les niveaux de contaminants ne peuvent pas être contrôlés avec
autant de rigueur.
4.2 Exigences relatives aux contaminants chimiques
4.2.1 Généralités
L’eau de dialyse ne doit pas contenir de substances chimiques à des concentrations supérieures à celles
indiquées dans les Tableaux 1 et 2. Le Tableau 1 ne comporte aucune recommandation relative au carbone
organique, aux pesticides et à d’autres substances chimiques, telles que les produits pharmaceutiques ou
les perturbateurs endocriniens, susceptibles d’être présents dans l’eau d’alimentation. Il est techniquement
difficile et onéreux de mesurer ces substances sur une base routinière. L’effet de leur présence sur les
patients sous hémodialyse est difficile à spécifier et les conséquences d’une exposition ne sont probablement
constatables qu’à long terme. En outre, il n’existe aucune preuve attestant de leur présence répandue dans
l’eau, bien que la possibilité de rejets involontaires soit reconnue. Dans ce contexte, il n’est actuellement pas
possible de spécifier des limites pour leur présence dans l’eau utilisée à des fins de préparation du liquide de
dialyse.
La nanofiltration et l’osmose inverse permettent d’exclure un grand nombre de ces composés. Le charbon
actif en grains (CAG) est aussi hautement efficace pour éliminer la majorité de ces substances chimiques.
Cependant, comme le charbon actif en grains est couramment utilisé à des fins d’élimination du chlore et
des chloramines, son utilisation pour l’élimination de carbones organiques, pesticides et autres substances
chimiques dépendra de la dimension des filtres à charbon et/ou des lits de charbon; l’utilisateur doit, par
ailleurs, avoir connaissance du dimensionnement approprié, car la majorité des valences du carbone peuvent
être déjà occupées et non disponibles pour une autre activité d’élimination.
NOTE 1 Voir l’Article A.3 pour obtenir une explication des valeurs présentées dans les Tableaux 1 et 2.
NOTE 2 Les niveaux maximaux admissibles de contaminants indiqués dans les Tableaux 1 et 2 incluent l’incertitude
prévue associée aux méthodologies d’analyse indiquées dans le Tableau 4.
Lorsque l’eau de dialyse est utilisée pour le retraitement des hémodialyseurs (nettoyage, essais et mélange
des désinfectants), l’utilisateur est averti que l’eau de dialyse doit satisfaire aux exigences du présent
document. Il convient d’analyser l’eau de dialyse à l’entrée de l’équipement de retraitement des dialyseurs.
Tableau 1 — Concentrations maximales admissibles de substances chimiques toxiques et
a
d’électrolytes de liquide de dialyse dans l’eau de dialyse
b
Contaminant Concentration maximale
mg/l
Contaminants présentant une toxicité documentée en hémodialyse
Aluminium 0,01
c
Chlore total 0,1
Cuivre 0,1
Fluorure 0,2
Plomb 0,005
Nitrate (sous forme N) 2
Sulfate 100
Zinc 0,1
Électrolytes normalement inclus dans le liquide de dialyse
Calcium 2 (0,05 mmol/l)
Magnésium 4 (0,15 mmol/l)
Potassium 8 (0,2 mmol/l)
Sodium 70 (3,0 mmol/l)
a
Le médecin chargé de la dialyse a la responsabilité ultime de garantir la qualité de l’eau utilisée pour la dialyse.
b
Le lecteur est prié de se reporter à la dernière édition du présent document pour s’assurer qu’aucune modification n’a été apportée à ce
tableau.
b
Sauf indication contraire.
c
Lorsque du chlore est ajouté à l’eau, une partie du chlore réagit avec les matériaux organiques et les métaux présents dans l’eau et n’est donc
plus disponible pour la désinfection (demande en chlore de l’eau). Le chlore restant est le chlore total et correspond à la somme du chlore libre ou
non lié et du chlore combiné.
Le chlore total est généralement mesuré sur site dans l’eau avant qu’elle n’arrive dans le système de traitement par des personnes dûment
formées. Il n’est pas nécessaire de procéder à des mesurages supplémentaires dans l’eau traitée sous réserve que le niveau de concentration
avant traitement soit inférieur à la limite autorisée.
Il n’existe pas de méthode directe pour le mesurage des chloramines. La concentration des chloramines est généralement établie en mesurant
les concentrations de chlore total et de chlore libre et en calculant la différence. Lorsque des essais de chlore total sont utilisés comme analyse
unique, le niveau maximal du chlore comme des chloramines ne doit pas dépasser 0,1 mg/l. Comme il n’existe aucune distinction entre le chlore
et les chloramines, cela présume sans risque que tout le chlore présent se compose de chloramines.
NOTE Les niveaux maximaux admissibles de contaminants répertoriés comprennent l’incertitude prévue associée aux méthodologies
d’analyse utilisées pour établir les valeurs présentées.
Tableau 2 — Niveaux maximaux admissibles d’autres éléments traces dans l’eau de dialyse
a
Contaminant Concentration maximale
mg/l
Antimoine 0,006
Arsenic 0,005
Baryum 0,1
Béryllium 0,000 4
Cadmium 0,001
Chrome 0,014
Mercure 0,000 2
Sélénium 0,09
Argent 0,005
a
Le lecteur est prié de se reporter à la dernière édition du présent document pour s’assurer qu’aucune modification n’a été apportée aux
concentrations maximales indiquées.
NOTE Les niveaux maximaux admissibles de contaminants répertoriés comprennent l’incertitude prévue associée aux méthodologies
d’analyse utilisées pour établir les valeurs présentées.
4.2.2 Carbone organique, pesticides et autres substances chimiques
Au regard des patients sous hémodialyse, la présence de composés organiques, tels que des pesticides,
des hydrocarbures aromatiques polycycliques, et autres substances chimiques, telles que des produits
pharmaceutiques et des perturbateurs endocriniens, est difficile à spécifier. Les conséquences d’une
exposition sont probablement constatables à long terme et il est techniquement difficile et onéreux
de mesurer ces substances sur une base routinière. En outre, il n’existe aucune preuve attestant de leur
présence répandue dans l’eau, bien que la possibilité de rejets involontaires soit reconnue. Dans ce contexte,
il n’est pas possible actuellement de spécifier des limites pour leur présence dans l’eau utilisée à des fins de
préparation du liquide de dialyse.
4.3 Exigences microbiologiques relatives à l’eau de dialyse
Le nombre total de microbes viables dans l’eau de dialyse doit être inférieur à 100 UFC/l. Un niveau d’action
doit être défini d’après les connaissances en matière de dynamique microbienne du système. Généralement,
le niveau d’action sera égal à 50 % du niveau maximal admissible.
La teneur en endotoxines de l’eau de dialyse doit être inférieure à 0,25 UE/ml. Généralement, le niveau
d’action doit être défini à 50 % du niveau maximal admissible.
Des champignons (levures et champignons filamenteux) peuvent coexister avec les bactéries et les
endotoxines contenues dans l’eau de dialyse. D’autres études portant sur la présence de champignons dans
les systèmes d’eau pour hémodialyse, leur rôle dans la formation d’un biofilm et leur importance clinique
sont exigées; dans ces conditions, aucune recommandation n’a été émise concernant les limites maximales
autorisées.
Certains systèmes validés intégrés, ainsi que d’autres systèmes récents conçus différemment peuvent
fournir de l’eau de dialyse ultrapur avec <0,1 CFU/ml et <0,03 EU/ml. En mélangeant les concentrés stériles
et non-pyrogéniques, et avec l'utilisation du liquide de dialyse stérile et non-pyrogénique, le liquide de
dialyse ultrapur peut être créer dans tels systèmes validés et intégrés.
NOTE Voir l’Article A.4 pour obtenir l’historique de ces exigences.
5 Essais relatifs aux exigences microbiologiques et chimiques
5.1 Microbiologie de l’eau de dialyse
Des échantillons doivent être prélevés à l’emplacement où un dialyseur est raccordé à la boucle de distribution
d’eau, ainsi que depuis un point de prélèvement situé sur le segment distal de la boucle ou à l’emplacement
où cette eau entre dans une cuve de mélange.
Il convient d’analyser les échantillons aussi rapidement que possible après le prélèvement pour éviter toutes
variations imprévisibles de la population microbienne. Si les échantillons ne peuvent pas être analysés dans
les 4 h suivant leur prélèvement, il convient de les conserver à <10 °C sans les congeler jusqu’à ce qu’ils soient
prêts à être transférés au laboratoire pour analyse. Il convient d’éviter de stocker les échantillons pendant
plus de 24 h et de les expédier conformément aux instructions du laboratoire.
Le nombre total de microbes viables (dénombrements sur boîtes normalisés) doit être obtenu en utilisant
des modes opératoires d’essai microbiologique conventionnels (boîte d’ensemencement en profondeur,
boîte d’ensemencement en surface, membrane filtrante). Il est préférable d’avoir recours à la filtration sur
membrane pour cet essai. D’autres méthodes peuvent être utilisées, sous réserve qu’elles aient été validées
de manière appropriée et qu’elles soient comparables aux méthodes citées. L’utilisation de la technique de
l’anse étalonnée n’est pas admise.
5.2 Méthodes d’essai des contaminants microbiens
La méthodologie pour établir les niveaux de contaminants microbiens est donnée dans le Tableau 3.
Ces méthodes ne fournissent qu’une indication relative de la biocharge, et non une mesure absolue.
Des méthodes et conditions de culture recommandées sont également disponibles dans l’ISO 23500-4 et
l’ISO 23500-5, ainsi que dans le présent document (voir le Tableau 3). La méthodologie détaillée utilise de la
o
gélose de tryptone, glucose et levure (TGEA) et de la gélose de Reasoner n 2 (R2A) incubées entre 17 °C et
23 °C pendant 7 jours, ainsi que de la gélose trypticase soja (TSA) soumise à une température d’incubation
[17]
de 35 °C à 37 °C pendant 48 h. Le contexte pour l’inclusion de la TSA dans l’eau et le liquide de dialyse
utilisés pour la dialyse standard est expliqué en détail à l’Article A.4.
Les différents types de milieux et de périodes d’incubation peuvent donner lieu à des concentrations dans
[18]-[21]
les colonies et à des types de micro-organismes récupérés variables. En outre, il a été démontré
que l’utilisation de R2A entraîne des dénombrements de colonies plus élevés qu’avec la TSA pour les
échantillons d’eau de dialyse et de liquides de dialyse. Dans une publication plus récente, les auteurs ont
indiqué que les comparaisons de charge microbienne de l’eau de dialyse et du liquide de dialyse utilisés
pour la dialyse standard ne présentaient pas de différences significatives produisant des dénombrements
de colonies ≥50 UFC/ml lorsqu’ils sont soumis à essai avec de la gélose R2A incubée entre 17 °C et 23 °C
[17]
pendant 7 jours et avec de la gélose TSA incubée entre 35 °C et 37 °C pendant 48 h .
De précédentes études avec de la gélose TGEA incubée entre 17 °C et 23 °C pendant 7 jours ont également
donné lieu à des dénombrements de colonies supérieurs à ceux de la TSA. Dans leur comparaison de
[17]
ce milieu avec la TSA, Maltais et al. ont également montré que la proportion d’échantillons d’eau de
dialyse standard produisant des dénombrements de colonies ≥ 50 UFC/ml différait considérablement
de la proportion établie par la TSA à une température d’incubation entre 35 °C et 37 °C pour une durée
d’incubation de 48 h (p = 0,001). Les proportions d’échantillons de liquide de dialyse dans lesquels la charge
microbienne était ≥50 UFC/ml n’ont pas présenté de différence significative sur les deux milieux et dans les
deux conditions d’incubation respectives.
Il convient également que le milieu de culture et les temps d’incubation sélectionnés soient déterminés selon
le type de liquide à analyser, par exemple liquide de dialyse standard, eau utilisée pour la préparation du
liquide de dialyse standard, liquide de dialyse ultrapur, eau utilisée pour la préparation du liquide de dialyse
ultrapur ou liquide utilisé pour les thérapies en ligne telles que l’hémodiafiltration. Il convient de choisir
la méthode en s’appuyant sur l’analyse des avantages, des inconvénients et de la sensibilité de chacune des
méthodes détaillées dans le présent paragraphe. Conformément à la pharmacopée américaine (USP), il
convient de prendre la décision d’utiliser des temps d’incubation plus longs après avoir trouvé un équilibre
entre le besoin d’informations opportunes et le type d’actions correctives exigé lorsque le niveau d’action ou
d’alerte est dépassé avec possibilité de récupération des micro-organismes d’intérêt. Il convient de trouver
un équilibre entre les avantages obtenus par une incubation de plus longue durée, à savoir la récupération de
micro-organismes abîmés, de micro-organismes à croissance lente ou de micro-organismes plus exigeants,
et le besoin d’un examen rapide et d’actions correctives, ainsi que les potentielles conséquences néfastes de
ces micro-organismes sur les produits et procédés» (par exemple, la sécurité du patient). D’autres méthodes
peuvent être utilisées, sous réserve qu’elles aient été validées de manière appropriée et qu’elles soient
comparables aux méthodes citées. Les géloses au sang et au chocolat ne doivent pas être utilisées.
Il n’existe actuellement aucune exigence relative à la surveillance de routine de la présence de champignons
(à savoir levures et champignons filamenteux) qui peuvent coexister avec d’autres espèces microbiennes;
toutefois, si une indication de leur présence est exigée, la filtration sur membrane est la méthode privilégiée
pour fournir un échantillon approprié pour l’analyse. Il convient que les milieux de culture utilisés soient de la
gélose de Sabouraud ou de la gélose à l’extrait de malt (MEA). D’autres méthodes peuvent être utilisées, sous
réserve qu’elles aient été validées de manière appropriée et qu’elles soient comparables aux méthodes citées.
Une température d’incubation entre 17 °C et 23 °C et un temps d’incubation de 168 h (7 j) sont recommandés.
D’autres durées et températures d’incubation peuvent être utilisées, à condition qu’il ait été prouvé que ces
méthodes ont été validées de manière appropriée et qu’elles sont comparables aux méthodes citées.
Les endotoxines microbiennes sont dosées à l’aide du test au lysat d’amébocytes de limule (LAL).
Les pharmacopées actuelles (USP et pharmacopées européenne et japonaise) reconnaissent différentes
techniques d’essai.
Le test le plus souvent utilisé pour les endotoxines microbiennes, le test LAL, est fondé sur la cascade de
coagulation humorale du limule Limulus polyphémus. La première enzyme de cette cascade de coagulation
réagit avec l’endotoxine et est appelée facteur C. Ce facteur est désormais produit par recombinaison
(biotechnologiquement) et est proposé comme essai rFC par plusieurs fabricants pour la détermination
des endotoxines microbiennes. L’essai par la méthode rFC est au moins aussi sensible et fiable que le test
LAL, mais est moins sensible à certains facteurs interférents et aux fluctuations entre lots. En raison de la
production biotechnologique, aucun animal vivant n’est requis en tant que donneurs de sang.
Cette nouvelle méthode a été intégrée à la Pharmacopée européenne (Ph.Eur) (<2.6.32> «Essai des
[44]
endotoxines bactériennes par la méthode du facteur C recombinant») , à la Pharmacopée japonaise (
4-180> «Essai des endotoxines bactériennes et méthodes alternatives utilisant des réactifs protéiques
[45]
recombinants pour l’essai des endotoxines») et elle devrait être incluse prochainement dans la
Pharmacopée américaine et le National Formulary (USP–NF) (<1085.1> «Utilisation de réactifs recombinants
dans les méthodes d’essai photométrique et fluorométrique des endotoxines bactériennes à partir de réactifs
[46]
obtenus par recombinaison») .
Tableau 3 — Techniques de culture
Milieu de culture Température d’incubation Temps d’incubation
TGEA 17 °C à 23 °C 7 jours
R2A 17 °C à 23 °C 7 jours
a
Gélose de Sabouraud ou gélose à l’extrait de malt 17 °C à 23 °C 7 jours
b
TSA 35 °C à 37 °C 48 h
a
Destinée à la quantification des levures et des champignons filamenteux. Le présent document ne spécifie actuellement
aucune exigence concernant leur surveillance de routine; ils n’ont été inclus qu’à des fins d’exhaustivité.
b [11]
L’utilisation de TSA n’a été validée que pour l’eau de dialyse et le liquide de dialyse standard .
5.3 Méthodes d’essai des contaminants chimiques
La conformité aux exigences indiquées dans les Tableaux 1 et 2 peut être démontrée à l’aide des méthodes
d’analyse chimique détaillées dans le Tableau 4 ou par toute autre méthode d’analyse validée équivalente. Si
l’essai pour les éléments traces individuels répertoriés dans le Tableau 2 n’est pas disponible et qu’il peut être
[16]
démontré que l’eau entrante satisfait aux normes relatives à l’eau potable telles que spécifiées par l’OMS,
une analyse des métaux lourds totaux peut être utilisée avec un niveau maximal admissible de 0,1 mg/l. Si
aucune de ces options n’est disponible, la conformité aux exigences du Tableau 2 peut être démontrée en
utilisant de l’eau prouvée conforme aux exigences relatives à l’eau potable de l’OMS, ainsi qu’un osmoseur
avec un taux de rejet >90 % sur la base de la conductivité, de la résistivité ou des MDT. Des échantillons
doivent être prélevés à la fin du cycle de purification de l’eau ou au niveau du point le plus éloigné de chaque
boucle de distribution d’eau.
Tableau 4 — Méthodes d’essai analytique applicables aux contaminants chimiques
Contaminant Technique d’analyse Référence, méthode
Spectrométrie de masse avec plasma à couplage inductif (ICP-MS) ou
[4] [14]
Aluminium ISO 17294-2, méthode 3113 de l’APHA
absorption atomique (électrothermique)
[4] [9]
Antimoine ICP-MS ou absorption atomique (plateforme) ISO 17294-2, méthode 200.7 de l’EPA
[4] [14]
Arsenic ICP-MS ou absorption atomique (hydrure gazeux) ISO 17294-2, méthode 3114 de l’APHA
[4] [14]
Baryum ICP-MS ou absorption atomique (électrothermique) ISO 17294-2, méthode 3113 de l’APHA
[4] [9]
Béryllium ICP-MS ou absorption atomique (plateforme) ISO 17294-2, méthode 200.7 de l’EPA
[4] [14]
Cadmium ICP-MS ou absorption atomique (électrothermique) ISO 17294-2, méthode 3113 de l’APHA
ICP-MS ou méthode titrimétrique à l’acide éthylène diamine tétra acétique
[4]
ISO 17294-2, , méthode 3500-Ca D de
Calcium (EDTA), absorption atomique (aspiration directe)
[14] [14]
l’APHA, , méthode 3111B de l’APHA
ou électrode ionique spécifique
Méthode titrimétrique à la DPD (N-diéthyl-p-phénylènediamine) et au sulfate
[14]
Méthode 4500-Cl F de l’APHA,
Chlore total ferreux ou méthode colorimétrique à la DPD ou méthode colorimétrique à la
[14]
méthode 4500-Cl G de l’APHA
TMK/MTK (thiocétone de Michler)
[4] [14]
Chrome ICP-MS ou absorption atomique (électrothermique) ISO 17294-2, méthode 3113 de l’APHA
[4] [14]
ICP-MS ou absorption atomique (aspiration directe) ISO 17294-2, méthode 3111 de l’APHA,
Cuivre
[14]
ou méthode à la néocuproïne méthode 3500-Cu D de l’APHA
[2] [3]
Chromatographie ionique ou électrode ionique spécifique ou méthode au ISO 10304-1, ISO 10359-1,
- [14]
Fluorure 2-(parasulfophénylazo)-1,8-dihydroxy-3,6-naphtalènedisulfonate de sodium méthode 4500-F C de l’APHA,
- [14]
(SPADNS) méthode 4500-F D de l’APHA
[4] [14]
Plomb ICP-MS ou absorption atomique (électrothermique) ISO 17294-2, méthode 3113 de l’APHA
[4] [14]
ICP-MS ou absorption atomique (aspiration directe) ou chromatographie ISO 17294-2, méthode 3111 de l’APHA,
Magnésium
[8]
ionique EPA 300.7
[14]
Mercure Technique de la vapeur froide sans flamme (absorption atomique) Méthode 3112 de l’APHA
[2] [1]
Chromatographie ionique ou méthode spectrophotométrique ISO 10304-1, ISO 7890-3,
Nitrate
[14]
à l’acide sulfosalicylique ou méthode de réduction au cadmium méthode 4500-NO E de l’APHA
[3] [14]
Spectrométrie de masse avec plasma à couplage inductif ou absorption ISO 17294-2, méthode 3111 de l’APHA,
[14]
Potassium atomique (aspiration directe) ou méthode par photométrie de flamme méthode 3500-K D de l’APHA,
[14]
ou électrode ionique spécifique méthode 3500-K E de l’APHA
[4] [14]
ICP-MS ou absorption atomique (hydrure gazeux) ISO 17294-2, méthode 3114 de l’APHA,
Sélénium
[14]
ou absorption atomique (électrothermique) méthode 3113 de l’APHA
Spectrométrie de masse avec plasma à couplage inductif
[4] [14]
Argent ISO 17294-2, méthode 3113 de l’APHA
ou absorption atomique (électrothermique)
[4] [14]
ICP-MS ou absorption atomique (aspiration directe) ou méthode ISO 17294-2, méthode 3111 de l’APHA,
Sodium
[14]
par photométrie de flamme ou électrode ionique spécifique méthode 3500-Na D de l’APHA
[3]
ISO 10304-1,
Sulfate Chromatographie ionique ou méthode turbidimétrique
2- [14]
méthode 4500-SO E de l’APHA
[13]
Pharmacopée européenne, 5.20,
Métaux lourds
[13]
Méthode colorimétrique Pharmacopée européenne, 2.4.20,
totaux
[10] [11]
USP–NF <232>, USP–NF <233>
[4] [14]
ISO 17294-2, méthode 3111 de l’APHA,
Zinc ICP-MS ou absorption atomique (aspiration directe) ou méthode à la dithizone
[14]
méthode 3500-Zn D de l’APHA
Annexe A
(informative)
Justification de l’élaboration et des dispositions du présent document
A.1 Généralités
L’eau traitée conformément aux exigences du présent document est principalement utilisée pour la
préparation de liquide de dialyse, mais peut aussi être utilisée pour d’autres applications, telles que
le retraitement d’hémodialyseurs réutilisables. Lorsque l’eau de dialyse est mélangée à des solutions
électrolytiques concentrées préparées conformément à l’ISO 23500-4, les exigences détaillées dans
l’ISO 23500-5 s’appliquent.
A.2 Eau d’alimentation
L’eau utilisée dans la préparation du liquide de dialyse provient habituellement d’un réseau municipal
d’approvisionnement en eau potable, bien qu’elle puisse provenir dans certains cas d’un forage ou d’un
puits local. L’eau potable est conforme aux lignes directrices de l’OMS relatives à l’eau de boisson ou à leur
équivalent local. Ces exigences spécifient les contaminants autorisés dans l’eau et leurs niveaux. Comme
les patients sous dialyse sont exposés à de plus grands volumes d’eau que la population générale, il est
nécessaire que l’eau soit soumise à un traitement complémentaire pour réduire tout risque de contamination
et satisfaire aux exigences appropriées détaillées en 4.2 et 4.3.
Si l’eau d’alimentation est acheminée vers l’infrastructure de traitement de l’eau via une alimentation
indirecte, telle que le système de traitement de l’eau d’un hôpital, des désinfectants et des agents
antimicrobiens peuvent être ajoutés pour inhiber le développement de légionelles au sein du système d’eau.
Les agents couramment utilisés incluent le peroxyde d’hydrogène et le peroxyde d’hydrogène stabilisé
à l’argent. Des expositions involontaires à ces agents ont donné lieu à des événements indésirables chez
des patients sous dialyse, car les résidus restants ne peuvent pas être éliminés par osmose inverse et leur
élimination repose donc sur l’utilisation de charbon actif.
Si l’eau de boisson contient du chlore et/ou des chloramines ajoutés pour réduire au minimum la
concentration bactérienne, ces deux composés étant toxiques pour les patients sous dialyse, ils sont éliminés
par le système de traitement de l’eau comme expliqué dans l’ISO 23500-2. L’élimination de ces composés
rend l’eau vulnérable à la prolifération microbienne et à l’encrassement biologique, à moins que des mesures
préventives appropriées ne soient prises telles que présentées dans l’ISO 23500-1.
Alors que la majorité des bactéries dans l’eau d’alimentation sont d’origine fécale et que les mesures prises
par le service des eaux sont destinées à réduire au minimum leur prolifération, l’eau d’alimentation peut
également contenir d’autres composés microbiens, tels que des cyanotoxines, qui apparaissent en présence
de cyanobactéries ou d’algues bleu-vert. Les cyanotoxines sont considérées comme des contaminants
naturels présents dans le monde entier. Certaines classes spécifiques de cyanotoxines ont montré une
prévalence régionale. Les Amériques, comprenant l’Amérique du Nord, l’Amérique centrale et l’Amérique
du Sud, présentent fréquemment des concentrations élevées de microcystines, d’anatoxines-a et de
cylindrospermopsines dans l’eau douce, tandis qu’en Australie, les sources d’eau affichent souvent des
concentrations élevées de microcystines, de cylindrospermopsines et de saxitoxines. D’autres cyanotoxines
moins fréquentes incluent les lyngbyatoxines A, les débromoaplysiatoxines et les β-N-méthylamino-L-
[17]
alanines. Les efflorescences de cyanobactéries surviennent généralement en fonction d’une combinaison
de facteurs environnementaux, tels que la concentration en nutriments, la température de l’eau, l’intensité
lumineuse, la salinité, le mouvement de l’eau, la stagnation et le temps de séjour, ainsi que de plusieurs
autres variables. Les cyanotoxines sont principalement produites au niveau intracellulaire pendant la
phase de croissance exponentielle. Une libération de toxines dans l’eau peut se produire au cours de la
sénescence ou de la mort cellulaire, mais peut également être due à des circonstances environnementales ou
[22]
évolutionnaires, telles que l’allélopathie ou la limitation relativement soudaine de nutriments .
Dans de nombreux pays, les cyanotoxines sont essentiellement considérées comme un problème concernant
les eaux de baignade. Cependant, on constate une prise de conscience croissante du risque pour la santé
publique qu’elles représentent dans l’eau potable et donc du besoin de surveiller et d’éliminer les cyanotoxines
lors du processus de traitement de l’eau potable. L’OMS a établi une suggestion de valeur guide pour l’eau
potable de 1 µg/l et une valeur guide d’exposition dans le cadre de loisirs de 10 µg/l pour les microcystines-
LR. Santé Canada a également publié une norme relative à l’eau potable de 1,5 µg/l pour les microcystines-LR.
Par ailleurs, aux États-Unis, l’EPA a élaboré des recommandations sanitaires relatives aux concentrations de
cyanotoxines dans l’eau potable, à savoir que pour les adultes, les niveaux recommandés pour l’eau potable
sont inférieurs ou égaux à 1,6 µg/l pour les microcystines et à 3,0 µg/l pour les cylindrospermopsines.
À l’heure actuelle, les services des eaux ne recherchent pas régulièrement la présence de toxines
cyanobactériennes dans le réseau d’approvisionnement en eau, à moins que des cyanobactéries ne soient
présentes dans l’eau entrante. Dès que des cyanobactéries sont détectées dans le réseau d’approvisionnement
en eau, elles peuvent être éliminées par traitement en utilisant différentes méthodes, telles que la clarification
ou la filtration sur membrane, l’adsorption sur charbon actif ou l’osmose inverse, et l’oxydation chimique par
ozonisation ou chloration.
A.3 Contaminants chimiques présents dans l’eau de dialyse
A.3.1 Généralités
Les contaminants chimiques présents dans l’eau potable peuvent représenter un risque pour le patient
recevant un traitement de dialyse. Les contaminants identifiés comme nécessitant des restrictions
concernant leur niveau admissible dans l’eau de dialyse par rapport à l’eau potable sont divisés en trois
groupes pour les besoins du présent document:
a) les substances chimiques connues pour entraîner des réactions toxiques chez les patients sous dialyse;
b) les substances physiologiques qui peuvent avoir des effets nocifs sur le patient si elles sont présentes en
trop grandes quantités dans le liquide de dialyse;
c) les éléments traces.
A.3.2 Substances chimiques connues pour entraîner des réactions toxiques chez les patients
sous dialyse
Les substances chimiques connues pour entraîner des réactions toxiques chez les patients sous dialyse
comprennent celles qui sont ajoutées à l’eau potable dans l’intérêt de la santé publique. Du fluorure peut être
présent naturellement dans l’eau potable ou être ajouté en faibles concentrations pour réduire au minimum
les caries dentaires. La limite maximale de ce composé dans l’eau potable est fixée à 1,5 mg/l. La toxicité du
fluorure chez les patients sous dialyse aux niveaux présents dans l’eau fluorée est contestable. En l’absence
de consensus concernant le rôle du fluorure dans les maladies osseuses urémiques, il a d’abord été jugé
prudent de restreindre le niveau de fluorure dans le liquide de dialyse. Des cas isolés d’exposition aiguë de
patients sous dialyse à des niveaux élevés de fluorure ont été décrits dans la littérature scientifique. Des
niveaux de fluorure pouvant atteindre 50 mg/l ont été détectés dans l’eau utilisée pour la dialyse, qui n’a été
traitée qu’avec un adoucisseur d’eau. Dans un autre cas où des déioniseurs ont été purgés, 12 des 15 patients
sont tombés gravement malades en raison d’une intoxication au fluorure et trois d’entre eux sont décédés
des suites d’une fibrillation ventriculaire. Une autre publication mentionne le décès d’un patient dû à une
[23]
surfluoration accidentelle d’un réseau municipal d’approvisionnement en eau .
L’aluminium est toxique pour les patients sous hémodialyse. Des sels d’aluminium, tels que l’alun, sont
ajoutés à l’eau potable afin de faciliter la précipitation chimique et la floculation des particules colloïdales
(turbidité). Chez les patients sous hémodialyse, l’exposition à l’aluminium peut provoquer de graves
[24]
symptômes neurologiques .
Le niveau maximal d’aluminium fixé concernant l’eau de dialyse a été spécifié de sorte à empêcher
l’accumulation de ce métal toxique
...
Questions, Comments and Discussion
Ask us and Technical Secretary will try to provide an answer. You can facilitate discussion about the standard in here.
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