ISO 3565:1975
(Main)Meat and meat products — Detection of salmonellae (Reference method)
Meat and meat products — Detection of salmonellae (Reference method)
Viandes et produits à base de viande — Recherche des salmonellae (Méthode de référence)
General Information
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Standards Content (Sample)
@ 3565
INTERNATIONAL STANDARD
'ai!!
INTERNATIONAL ORGANIZATION FOR STANDARDIZATION *\I€.KlS H4POJHAR OPrAHM3AUMR no CTAHLIAPTMJAUMM .ORGANISATION INTERNATIONALE DE NORMALISATION
Meat and meat products - Detection of salmonelle
(Reference method)
Viandes etproduits à base de viande - Recherche des salmonella? (Méthode de référence)
First edition - 1975-09-01
I.,
Ref. No. IS0 3565-1975 (E)
UDC 637.5 : 576.851.46
Descriptors : meat, meat products, microbiological analysis, detection, salmonellæ.
Price based on 11 pages
---------------------- Page: 1 ----------------------
FOREWORD
IS0 (the International Organization for Standardization) is a worldwide federation
of national standards institutes (IS0 Member Bodies). The work of developing
International Standards is carried out through IS0 Technical Committees. Every
Member Body interested in a subject for which a Technical Committee has been set
up has the right to be represented on that Committee. International organizations,
governmental and non-governmental, in liaison with ISO, also take part in the work.
Draft International Standards adopted by the Technical Committees are circulated
the Member Bodies for approval before their acceptance as International
to
Standards by the IS0 Council.
International Standard IS0 3565 was drawn up by Technical Committee
iSO/TC 34, Agricultural food products, and circulated to the Member Bodies in
May 1974.
It has been approved by the Member Bodies of the following countries :
Germany Romania
Australia
Hungary South Africa, Rep. of
Austria
India Spain
Belgium
I ran Thailand
Bulgaria
Israel Turkey
Canada
Mexico Yugoslavia
Egypt, Arab Rep. of
Ethiopia Netherlands
France Poland
The Member Bodies of the follqwing countries expressed disapproval of the
document on technical grounds :
New Zealand
United Kingdom
0 International Organization for Standardization, 1975 0
Printed in Switzerland
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INTERNATIONAL STANDARD IS0 3565-1975 (E)
Meat and meat products - Detection of sa/mone//z?
(Reference method)
incubation at 37 OC, are examined for the presence of
1 SCOPE
colonies which from their characteristics are considered
This International Standard specifies a reference method
presumptive salmonellæ.
for the detection of salmonellæ in meat and meat products.
5.4 Confirmation : subculturing of colonies of presumptive
salmonellæ and determination of their biochemical and
2 FIELD OF APPLICATION
serological characteristics.
The method can be applied to all kinds of meat and meat
products.
6 CULTURE MEDIA AND REAGENTS
3 REFERENCE
IS0 31 00, Meat and meat products - Sampling.
6.1 Basic materials
For uniformity of results, it is recommended that either
4 DEFINITIONS
dehydrated culture medium components of uniform quality
and analytical grade chemicals, or a dehydrated complete
medium, be used. The water used shall be distilled water or
4.1 salmonelle : Micro-organisms which form typical
water of at least equivalent purity.
colonies on solid selective media and which display the
biochemical and serological characteristics described when
NOTE - With regard to brilliant green, note the specifications given
the test is carried out according to this method.
in the annex. If dehydrated complete media are used, they should be
prcpared and used a5 recommended by the media suppliers.
4.2 detection of salmonellæ : Determination of the
presence or absence of these micro-organisms, in a
6.2 Culture media
particular mass, when the test is carried out according to
the method described.
6.2.1 Buffered peptone water
Composition
5 PRINCIPLE
peptone 10,o g
The detection of salmonelle necessitates four successive
sodium chloride 50 g
stages, because they are usually present in low numbers,
disodium hydrogen phosphate
sometimes in an injured state, and often in the presence of
(Na2 HPO4-1 2H20) 9,0 9
considerably larger numbers of other members of
potassium dihydrogen phosphate
En terobacteriaceæ.
( KH2 POO 1 13 g
water 1 O00 ml
5.1 Pre-enrichment : incubation of the samples in a
Preparation
non-selective liquid medium at 37 OC.
Dissolve the components in the water by boiling.
5.2 Enrichment : inoculation of two liquid selective media
Adjust the pH so that after sterilization it is 7,O +. 0,l at
with the incubated pre-enrichment medium followed by
20 Oc.
incubation at 37 OC or 42 to 43 OC respectively.
Transfer the medium in quantities of 225 ml into flasks
of 500 ml capacity.
5.3 Plating out : inoculation of the two enrichment media
Sterilize the medium for 20 min at 121 +. 1 OC.
onto solid, selective diagnostic media which, after
1
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\
IS0 3565-1975 (E)
Preparation
6.2.2 Tetrathionate medium (Muller Kauffmann)
Add the brilliant green to the water.
6.2.2.1 BASE
Store the solution at least for one day in the dark t
allow auto-sterilization to occur.
Composition
meat extract 5,O g
6.2.2.5 Ox BILE SOLUTION
peptone 10,o g
sodium chloride 3,O g
Composition
calcium carbonate 45 g
water 1000ml ox bile, desiccated
water
Preparation
Preparation
Add the dehydrated base components or the dehydrated
Dissolve the desiccated ox bile in the water by boiling.
complete base to the water and boil until complete
dissolution of the soluble components.
Sterilize the solution for 20 min at 121 -I 1 OC.
Adjust the pH so that after sterilization it is 7,O ? 0,l at
20 "c.
6.2.2.6 COMPLETE MEDIUM
Sterilize the base for 20 min at 121 k 1 OC.
Composition
base (6.2.2.1) 900 ml
6.2.2.2 SODIUM THIOSULPHATE SOLUTION
sodium thiosulphate solution (6.2.2.2) 100 ml
iodine solution (6.2.2.3) 20 ml
Composition
brilliant green solution (6.2.2.4) 2 ml
ox bile solution (6.2.2.5) 50 ml
sodium thiosulphate (Na2S2O3.5H,O) 50,O g
100 ml
water to a final volume of
Preparation
Add to the base, under aseptic conditions, the other
Preparation
ingredients in the above-mentioned order.
Dissolve the sodium thiosulphate in a part of the water.
Mix the liquids well after each addition.
Dilute to the final volume.
Transfer the complete medium in quantities of 100 ml
Sterilize the solution for 20 min at 121 f 1 OC.
aseptically into sterile flasks of 500 mi capacity.
Store it at 4 OC in the dark until needed but use it within
one week after preparation.
6.2.2.3 IODINE SOLUTION
Composition
6.2.3 Selenite brilliant green medium (Stokes and
iodine 20,o 9 Osborne)
potassium iodide 250 g
water to a final volume of 100 ml
6.2.3.1 BASE
Preparation
Composition
Dissolve the potassium iodide in a minimal volume of
peptone 5,O g
water and add the iodine.
yeast extract 5,O g
mannitol 5,O g
Shake until solution is complete.
sodium taurocholate 1,o g
Dilute to the final volume.
sodium hydrogen selenite 4,o
water 900 ml
Store the solution in a tightly closed opaque container.
Preparation
Dissolve the first four ingredients (i.e. the dehydrated
6.2.2.4 BRILLIANT GREEN SOLUTION
base components or the dehydrated complete base) in
the water by boiling for 5 min.
Composition
After cooling, add the sodium hydrogen selenite.
brilliant green 03 g
water 100 ml Adjust the pH to 7,O 5 0,l at 20 OC.
2
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IS0 3565-1975 (E)
disodium hydrogen orthophosphate
Store it at 4 OC in the dark until needed but use it within
one week after preparation. (Na2 HP04)
0,8 g
sodium dihydrogen orthophosphate
6.2.3.2 BUFFER SOLUTION
(Na H, PO4) 0,6 g
agar, readily soluble' )
12,o g
Composition
water 900 ml
Solution A
Preparation
potassium dihydrogen orthophosphate
Dissolve the dehydrated base components or the
(KH2 PO4 ) 34.0 g
dehydrated complete base in the water by boiling.
water 1 O00 ml
Adjust the pH so that after sterilization it is 7,O k 0,l at
Dissolve the potassium dihydrogen orthophosphate in
40 OC.
the water.
Transfer the base to tubes or flasks of not more than
Solution B
500 ml capacity.
dipotassium hydrogen orthophosphate
(K2HPO4) 43,6 g at 121 k 1 OC.
Sterilize the base for 15 min
water 1 O00 ml
Dissolve the dipotassium hydrogen orthophosphate in
6.2.4.2 SUGAR/PHENOL RED SOLUTION
the water.
Composition
Preparation
lactose loto g
Mix 2 volumes of solution A and 3 volumes of
sucrose 10,o g
solution B to obtain a solution with a pH of 7,O k 0,l at
phenol red 0,09 9
20 Oc.
water to a final volume of 100 ml
Preparation
6.2.3.3 BRILLIANT GREEN SOLUTION
Dissolve the ingredients in the water.
For composition and preparation of this solution, see
6.2.2.4.
Heat in a water bath for 20 min at 70 OC.
6.2.3.4 COMPLETE MEDIUM Cool to 55 "C and use immediately.
Composition
6.2.4.3 BRILLIANT GREEN SOLUTION
900 ml
base (6.2.3.1 1
IO0 ml For composition and preparation of this solution, see
buffer solution (6.2.3.2)
,
1 ml
brilliant green solution (6.2.3.3) 6.2.2.4.
Preparation
6.2.4.4 COMPLETE MEDIUM
Add the buffer solution to the base.
Composition
Heat to 80 "C.
base (6.2.4.1 1 900 ml
Cool and add the brilliant green solution.
100 ml
sugar/phenol red solution (6.2.4.2)
1 ml
brilliant green solution (6.2.4.3)
Transfer the complete medium in quantities of 100 ml
to sterile flasks of 500 ml capacity.
Preparation
Use the medium on the day of preparation.
Under aseptic conditions, add the brilliant green solution
to the sugar/phenol red solution cooled to approxi-
6.2.4 Brilliant greedphenol red agar (Ede1 and Kampel-
mately 55 OC.
macher)
Add to the base at 50 to 55 "C and mix.
6.2.4.1 BASE
6.2.4.5 PREPARATION OF AGAR PLATES
Composition
Add to sterile large-size Petri dishes (7.2.5.1) quantities of
meat extract
about 40 mi of the freshly prepared complete medium
peptone
(6.2.4.4). having a temperature of approximately 45 "C.
sodium chloride
3xoid No. Agar IS suitable.
1) The material known by the brand name c
3
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Preparation
(When large Petri dishes are not available, transfer quantities
of about 15 ml of the melted medium (6.2.4.4) to sterile
Dissolve the dehydrated medium components or the
small Petri dishes (7.2.5.2).) Allow to solidify.
dehydrated complete medium in the water by boiling.
Immediately before use, dry the plates carefully, preferably
Adjust the pH so that after sterilization it is 7,4 f 0,l at
with the lids off and the agar surface downwards, in an
40 OC.
oven or incubator at 50 +- 5 OC for 30 min.
Transfer the medium in quantities of 10 ml to tubes of
If prepared in advance, the undried plates shall not be kept
diameter 17 to 18 mm.
longer than 4 h at room temperature or one day in a
refrigerator.
Sterilize the medium for 10 min at 121 k 1 OC.
Allow to set in a sloping position to give a butt of depth
6.2.5 Crystal violet/neutral red/bile/lactose agar
2,5 cm.
Composition
yeast extract
6.2.7 Urea agar (Christensen)
peptone
bile salts
lactose
6.2.7.1 BASE
sodium chloride
Composition
neutral red
crystal violet
peptone
1,o g
agar
g I u cose
1,o g
water
sodium chloride
5,O g
potassium dihydrogen orthophosphate
Preparation
(KHzP04) 2,o 9
Dissolve the dehydrated medium components or the
phenol red 0,012 g
dehydrated complete medium in the water by boiling.
agar
15,O
1 O00 ml
water
Adjust the pH so that after boiling it is 7,4 I0,l at
40 OC.
Preparation
Transfer the culture medium to sterile tubes or flasks of
Dissolve the dehydrated base components or the
not more than 500 ml capacity.
dehydrated complete base in the water by boiling.
Sterilization of the medium is not desirable.
Sterilize the base for 20 min at 121 f 1 OC.
If prepared in advance, the medium shall not be kept
longer than one week in a refrigerator.
6.2.7.2 UREA SOLUTION
Preparation of agar plates
Composition
Transfer quantitiesof about 15 ml of the melted medium
urea 400 g
(6.2.5) to sterile small Petri dishes (7.2.5.2) and proceed
water to a final volume of 1 O00 ml
as in 6.2.4.5.
Preparation
Dissolve the urea in the water.
Sterilize by filtration and check the sterility.
Triple sugar/iron agar (TSI agar)
6.2.6
(For details of the technique of sterilization by
Composition
filtration, reference should be made to any appropriate
textbook on microbiology.)
meat extract
yeast extract
peptone
6.2.7.3 COMPLETE MEDIUM
sodium chloride
Composition
lactose
sucrose
base (6.2.7.1) 950 ml
glucose
urea solution (6.2.7.2) 50 ml
iron( I I I) citrate
sodium thiosulphate
Preparation
phenol red
Under aseptic conditions, add the urea solution to the
agar
base.
water
4
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IS0 3565-1975 (E)
Adjust the pH so that it is 6,8 +_ 0,l at 40 OC. Transfer the medium in quantities of 5 ml to narrow
culture tubes approximately 8 mm in diameter and
Transfer the complete medium in quantities of 10 ml to
160 mm in length.
sterile tubes.
Sterilize the medium for 10 min at 121 f 1 OC.
Allow to set in a sloping position.
6.2.1 1 0-galactosidase reagent
6.2.8 Semi-solid nutrient agar
Composition
6.2.11.1 BUFFER SOLUTION
meat extract 3,o g
Composition
peptone 50 g
agar 8,O g sodium dihydrogen orthophosphate
water 1 O00 ml
(Na H, PO4) 69 g
sodium hydroxide, approximately
Preparation
0.1 N (4 g/I) solution 3 ml
water to a final volume of 50 ml
Dissolve the dehydrated base components in the water
by boiling.
Preparation
Adjust the pH so that after sterilization it is 7,O +_ 0,l at
Dissolve the sodium dihydrogen orthophosphate in
40 OC.
approximately 45 ml of water.
Transfer the medium to flasks of not more than 500 ml
Adjust the pH to 7,O k 0,l with approximately 3 ml of
capacity .
the sodium hydroxide solution.
Sterilize the medium for 20 min at 121 +_ 1 OC.
Add water to a final volume of 50 ml.
Store under refrigeration.
Preparation of agar plates
Add to sterile small Petri dishes (7.2.5.1) quantities of
6.2.11.2 ONPG SOLUTION
about 15 ml of the freshly prepared complete medium.
The plates shall not be dried.
Composition
o-nitrophenyl 0-D-galactopyranoside (ONPG) 80 mg
6.2.9 Saline solution
water 15 ml
Composition \
Preparation
sodium chloride 83 g
water 1 O00 ml
Dissolve the ONPG in the water at 50 OC.
Preparation
Cool the solution.
Dissolve the sodium chloride in the water by boiling.
6.2.11.3 COMPLETE REAGENT
Adjust the pH so that after sterilization it is 7,O +_ 0,l at
Composition
20 Oc.
buffer solution (6.2.1 1.1) 5 ml
Transfer such quantities of the solution to flasks or
ONPG solution (6.2.1 1.2) 15 ml
tubes that they will contain 90 to 100 ml after
steri I ization.
Preparation
Sterilize the solution for 20 min at 121 +_ 1 OC.
Add the buffer solution to the ONPG solution.
Store the complete reagent at 4°C but not for longer
6.2.10 Lysine decarboxylation medium
than one month.
Composition
6.2.1 2 Voges-Proskauer reaction (rapid method by Barry
I-lysine monohydrochloride 5,O g
and Feeney)
yeast extract 3,O g
glucose 1,o 9
6.2.12.1 VP MEDIUM
bromocresol purple 0,015 g
water 1 O00 ml
Composition
Preparation
peptone 7,O g
glucose 5,O g
Dissolve the components in the water by boiling.
dipotassium hydrogen orthophosphate
Adjust the pH so that after sterilization it is 6,8 f 0,l at
(KZHPO4) 5A-J g
water
20 Oc. 1 O00 ml
5
---------------------- Page: 7 ----------------------
6.3 Sera
Preparation
Several anti-salmonellæ sera may be obtained commercially,
Dissolve the components in the water.
i.e. anti-sera containing one or more "O" groups (so called
Adjust the pH to 6,9 and filter.
mono- or polyvalent anti O-sera), anti Vi-sera and anti-sera
containing one or more "H" groups (SO called mono- or
Sterilize the medium for 20 min at 115 OC.
polyvalent anti H-sera). For each serum, follow the
instructions for use given by the serum manufacturer.
6.2.12.2 CR EATIN E SO LUT ION
Composition
creatine monohydrate 03 g
7 APPARATUS AND GLASSWARE
water 100 ml
Preparation
7.1 Apparatus
Dissolve the creatine monohydrate in the water.
7.1 .I Mechanical meat mincer, laboratory size, sterile,
fitted with a plate with holes of diameter not exceeding
6.2.12.3 &-NAP
...
NORME INTERNATIONALE 3565
INTERNATIONAL ORGANIZATION FOR STANDARDIZATION .MEEnYHAPODHAR OPiAHMJAUMR II0 CTAHnAPTii3AUMM -ORGANISATION INTERNATIONALE DE NORMALISATION
,
* Viandes et produits a base de viande -
Recherche dessa/mone//z (Méthode de reference)
Meat and meat products - Detection of&lmonellæ (Reference method)
Première édition - 1975-09-01
I
- U. CDU 637.5 : 576.851.46 Réf. no : IS0 3565-1975 (FI
v)
fi
z
Descripteurs : viande, produit à base de viande, analyse microbiologique, détection, salmonellæ.
3,
E3
0
s
Prix basé sur 11 pages
---------------------- Page: 1 ----------------------
AVANT-PROPOS
L'ISO (Organisation Internationale de Normalisation) est une fédération mondiale
d'organismes nationaux de normal isation (Comités Membres ISO). L'élaboration de
Normes Internationales est confiée aux Comités Techniques ISO. Chaque Comité
Membre intéressé par une étude a le droit de faire partie du Comité Technique
correspondant. Les organisations internationales, gouvernementales et non
gouvernementales, en liaison avec I'ISO, participent également aux travaux.
Les Projets de Normes Internationales adoptés par les Comités Techniques sont
soumis aux Comités Membres pour approbation, avant leur acceptation comme
Normes Internationales par le Conseil de I'ISO.
La Norme Internationale IS03565 a été établie par le Comité Technique
lSO/TC 34, Produits agricoles alimentaires, et soumise aux Comités Membres en
mai 1974.
Elle a été approuvée par les Comités Membres des pays suivants :
Afrique du Sud, Rép. d' Éthiopie Pays-Bas
Allemagne Espagne Pologne
Australie France Roumanie
Autriche Hongrie Thaïlande
Belgique Inde Turquie
Bu1 garie Iran Yougoslavie
Canada Israël
Egypte, Rép. arabe d' Mexique
Les Comités Membres des pays suivants ont désapprouvé le document pour des
raisons techniques :
Nouvelle-Zélande
Roy au me- Uni
O Organisation Internationale de Normalisation, 1975 O
Imprimé en Suisse
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NORME INTERNATIONALE
IS0 3565-1975 (F)
I
Viandes et produits a base de viande -
Recherche des sa/mone//a (Méthode de référence)
1 OBJET
sélectifs qui, après incubation à 37 OC, sont examinés pour
contrôler s'il y a présence de colonies, présumées être des
La présente Norme Internationale spécifie une méthode de
salmonellæ en raison de leurs caractéristiques.
référence pour la recherche des salmonellæ dans les viandes
et produits à base de viande.
5.4 Confirmation : repiquage des colonies de salmonellæ
présumées et détermination de leurs caractéristiques
biochimiques et sérologiques appropriées.
2 DOMAINE D'APPLICATION
La méthode peut être appliquée à toutes sortes de viandes
et de produits à base de viande.
6 MILIEUX DE CULTURE ET RÉACTIFS
3 RÉFÉRENCE
6.1 Composants de base
IS0 3100, Viandes et produits à base de viande -
Afin d'obtenir des résultats uniformes, il est recommandé
Echan tillonnage.
d'utiliser des composants de base déshydratés uniformes et
des produits chimiques de pureté analytique, ou des milieux
complets déshydratés uniformes. L'eau utilisée doit être de
4 DÉFINITIONS
l'eau distillée ou de l'eau de pureté équivalente.
4.1 salmonellæ : Micro-organismes qui forment des
NOTE - En ce qui concerne le vert brillant, voir les spécifications
colonies typiques sur des milieux solides et sélectifs et qui
données dans l'annexe. Si l'on utilise des milieux complets
déshydratés, ils doivent être préparés et utilisés selon les
possèdent les caractéristiques biochimiques et sérologiques
recommandations des fabricants.
décrites lorsque l'essai est exécuté selon la présente
méthode.
6.2 Milieux de culture
4.2 recherche des salmonellæ : Détermination de la
présence ou de l'absence de ces micro-organismes, dans une
6.2.1 Eau peptonée tamponnée
quantité déterminée de produit, lorsque l'essai est exécuté
selon la méthode décrite.
Composition dedfc'cr h ylrrll'
peptone
10,o g
5 PRINCIPE chlorure de sodium
5,O g
La recherche des salmonellæ nécessite quatre phases
(Na2HP04.12H20)
9,o g
successives, parce que, habituellement, elles sont peu
dihydrogénophosphate de potassium
nombreuses, parfois endommagées, et souvent accompagnées
( K H 2 PO4 1
1,5 g
d'une quantité beaucoup plus importante d'autres
eau 1 O00 ml
Enterobacteriaceæ.
Prépara tion
5.1 Pr' enrichissement : incubation des échantillons dans
T Dissoudre les composants dans l'eau en
portant à
un milieu liquide non sélectif à 37 OC.
ébullition.
5.2 Enrichissement : inoculation de deux milieux liquides Ajuster le pH de wsorte qu'après stérilisationlil soit M$
sélectifs avec le milieu incubé du prélenrichissement, puis de 7,O f 0,l à 20 OC.
incubation respectivement à 37 OC ou 742-43 OC.
Répartir le milieu par quantités de 225 ml dans des
flacons de 500 ml de capacité.
5.3 Isolement : inoculation des deux milieux d'enri-
chissement sur des milieux d'identification solides et
Stériliser le milieu durant 20 min à 121 f 1 OC.
1
---------------------- Page: 3 ----------------------
I
IS0 3565-1975 (FI
Préparation
6.2.2 Milieu au tétrathionate (Müller-Kauffmann)
Ajouter le vert brillant à l'eau.
6.2.2.1 MILIEU DE BASE
Conserver la solution au moins une journée à l'obscurité
pour provoquer l'auto-stérilisation.
Composition
extrait de viande
6.2.2.5 SOLUTION DE BILE DE BOEUF
peptone
Composition
chlorure de sodium
carbonate de calcium
bile de bœuf desséchée
eau 1 O00 ml
eau
Préparation
Préparation
Ajouter les composants de base déshydratés ou le milieu
Dissoudre la bile de bœuf desséchée dans l'eau en
de base déshydraté complet, à l'eau, en portant à
portant à ébullition.
ébullition, jusqu'à dissolution complète des composants
solubles. Stériliser la solution durant 20 min à 121 f. 1 OC.
Ajuster le pHode sorte qu'après stérilisationlil soit de
6.2.2.6 MILIEU COMPLET
7,O f 0,l à 20 C.
Composition
Stériliser le milieu de base durant 20 min à 121 f 1 OC.
milieu de base (6.2.2.1) 900 ml
solution de thiosulfate de sodium (6.2.2.2) 100 ml
6.2.2.2 SOLUTION DE THIOSULFATE DE SODIUM
solution d'iode (6.2.2.3) 20 ml
solution de vert brillant (6.2.2.4) 2 ml
Composition
solution de bile de bœuf (6.2.2.5) 50 ml
thiosulfate de sodium (Na,S203-5H,0) 50,O
Préparation
eau, quantité suffisante pour 100 ml
Ajouter au milieu de base les autres composants dans
Préparation
l'ordre ci-dessus, en opérant de façon stérile.
Dissoudre le thiosulfate de sodium dans une partie de
Bien mélanger les liquides après chaque addition.
l'eau.
Transvaser stérilement le milieu complet dans des flacons
Compléter au volume final.
stériles de 500 ml de capacité, à raison de 100 ml par
Stériliser la solution durant 20 min à 121 f 1 OC.
flacon.
Conserver (à 4 "C à l'obscurité jusqu'au moment de
l'emploi, mais utiliser dans la semaine suivant la
6.2.2.3 SOLUTION D'IODE
préparation.
Composition
6.2.3 Milieu au sélénite - vert brillant (Stokes et Osborne)
iode
iodure de potassium
6.2.3.1 MILIEU DE BASE
eau, quantité suffisante pour
composition
Préparation
Dissoudre l'iodure de potassium dans un petit volume peptone
d'eau et ajouter l'iode. extrait de levure
mannitol
Agiter jusqu'à dissolution complète.
taurocholate de sodium
hydrogénosélénite de sodium
Compléter au volume final.
eau
Conserver la solution dans un récipient opaque
préparation
parfaitement fermé.
Dissoudre les quatres premiers ingrédients (c'est-à-dire
les composants de base déshydratés ou le milieu de base
6.2.2.4 SOLUTION c VERT BRILLANT
déshydraté) dans l'eau en faisant bouillir durant 5 min.
Composition
Ajouter, après refroidissement, I'hydrogénosélenite de
sodium.
vert brillant
eau 100 ml Ajuster le pH à 7,O f 0,l à 20 OC.
2
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IS0 3565-1975 (FI
Conserver à 4 "C à l'obscurité jusqu'au moment de
monohydrogéno-orthophosphate de soàium
l'emploi, mais utiliser dans la semaine suivant la
(Na, HP04 1 0,8 g
préparation. dihydrogéno-orthophosphate de sodium
(NaH, PO4 1 0,6 g
6.2.3.2 SOLUTION TAMPON
gélose facilement soluble' )
12,o 9
eau 900 ml
Composition
Préparation
Solution A
Dissoudre les composants de base déshydratés ou le
dihydrogéno-orthophosphate de potassium
milieu complet déshydraté dans l'eau, en opérant à
(KHz PO4 ) 34,O g
l'ébullition.
eau 1 O00 ml
Ajuster le pH, de façon qu'après stérilisation il soit de
issoudre le dihydrogéno-orthophosphate de potassium
7,O f 0,l à 40 OC.
9' !ans l'eau.
E
Transférer le milieu de base dans des tubes ou des
Solution B
flacons de 500 ml de capacité maximale.
monohydrogéno-orthophosphate de potassium
Stériliser le milieu de base durant 15 min à 121 I 1 OC.
(K2 HP04) 43,6 g
eau 1 O00 ml
6.2.4.2 SOLUTION DE SUCRES AU ROUGE DE
Dissoudre le monohydrogéno-orthophosphate de
PHÉNOL
potassium dans l'eau.
Composition
Préparation
lactose 10,o 9
Mélanger 2 volumes de solution A et 3 volumes de
saccharose 10,o g
solution B, deo façon à obtenir une solution de pH
rouge de phénol 0,09 9
7,O tr 0,l à 20 C.
eau, quantité suffisante pour 100 ml
6.2.3.3 SOLUTION AU VERT BRILLANT
Préparation
Pour la composition et la préparation de cette solution, voir
Dissoudre les ingrédients dans l'eau.
6.2.2.4.
Chauffer au bain d'eau durant 20 min à 70 OC.
6.2.3.4 MILIEU COMPLET
Refroidir à 55 "C et utiliser immédiatement.
Composition
6.2.4.3 SOLUTION e VERT BRILLANT
900 ml
milieu de base (6.2.3.1)
solution tampon (6.2.3.2) 100 ml
Pour la composition et la préparation de cette solution, voir
1 ml
solution au vert brillant (6.2.3.3)
6.2.2.4.
Préparation
6.2.4.4 MILIEU COMPLET
Ajouter la solution tampon au milieu de base.
Composition
Chauffer à 80 OC.
milieu de base (6.2.4.1) 900 ml
Refroidir et ajouter la solution au vert brillant.
solution de sucres au rouge de phénol (6.2.4.2) 100 ml
1 ml
solution au vert brillant (6.2.4.3)
Transvaser le milieu complet dans des flacons stériles de
500 ml de capacité, à raison de 100 ml par flacon.
Préparation
Utiliser le milieu le jour de la préparation.
En opérant de façon stérile, ajouter la solution au vert
brillant à la solution de sucres au rouge de phénol
6.2.4 Gélose au vert brillant et au rouge de phénol (Ede1 et
refroidie à environ 55 OC.
Kampelmacher)
Ajouter au milieu de base à 50-55 "C et mélanger.
6.2.4.1 MILIEU DE BASE
6.2.4.5 PRÉPARATION DES PLAQUES DE GÉLOSE
Composition
Répartir le milieu complet (6.2.4.4) récemment préparé,
extrait de viande 4,O g
dont la température est d'environ 45 OC, dans un nombre
peptone 10.0 g
approprié de grandes boîtes de Petri stériles (7.2.5.1) à
chlorure de sodium 3,O g
1) Le produit connu sous le nom de marque ((Oxoid no 1 )) convient.
3
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raison de 40 ml environ par boîte ou, à défaut de grandes Préparation
boîtes, dans des petites boîtes (7.2.5.2) à raison de 15 ml
Dissoudre les composants de base déshydratés ou le
environ par boîte. Laisser se solidifier.
milieu complet déshydraté dans l‘eau, en opérant à
l’ébullition.
Juste avant l‘emploi, sécher soigneusement les plaques de
gélose (de préférence après avoir retiré les couvercles et
Ajuster le pH de sorte qu’après stérilisation il soit de
retourné les boîtes) durant 30 min, dans une étuve ou un
7,4 k 0,l à 40 OC.
incubateur réglé à 50 f 5 OC.
Répartir le milieu par quantités de 10 ml dans des tubes
Si elles ont été préparées à l’avance, les plaques de gélose
de 17 à 18 mm de diamètre.
non séchées ne doivent pas être conservées plus de 4 h à la
température du laboratoire ou plus d’un jour au
Stériliser le milieu durant 10 min à 121 k 1 OC.
réfrigérateur.
Laisser reposer en position inclinée de façon à obtenir un
culot de 2,5 cm de profondeur.
6.2.5 Gélose lactosée à la bile, au rouge neutre et au cristal
violet
6.2.7 Gélose à l’urée (Christensen)
Composition
extrait de levure
6.2.7.1 MILIEU DE BASE
peptone
sels biliaires
Composition
lactose
chlorure de sodium peptone 1,o g
rouge neutre g I ucose 1,o g
chlorure de sodium 5,O g
cristal violet
dihydrogéno-orthophosphate de potassium
gélose
(KH2P04) 2,o 9
eau
rouge de phénol 0,012 g
Préparation
gélose 15,O g
eau 1 O00 ml
Dissoudre les composants de base déshydratés ou le
milieu complet déshydraté dans l‘eau, en opérant à
Préparation
l’ébullition.
Dissoudre les composants de base déshydratés ou le
Ajuster le pH, de sorte qu’après ébullition il soit de
milieu de base complet déshydraté dans l‘eau, en opérant
7,4 f 0,l à 40 OC.
à l‘ébullition.
Répartir le milieu de culture dans des tubes ou dans des
Stériliser le milieu de base durant 20 min à 121 f 1 OC.
flacons stériles de 500 ml de capacité maximale.
II n’est pas souhaitable de stériliser le milieu.
6.2.7.2 SOLUTION D’URÉE
S’il est préparé d’avance, le milieu ne doit pas être
Composition
conservé plus d‘une semaine au réfrigérateur.
urée 400 g
Préparation des plaques de gélose
eau, quantité suffisante pour 1 O00 ml
Répartir le milieu fondu (6.2.5) dans un nombre appro-
prié de petites boîtes de Petri stériles (7.2.5.21, à raison Préparation
de 15 ml environ par boîte et opérer comme en 6.2.4.5.
Dissoudre l’urée dans l’eau.
6.2.6 Gélose au citrate de fer et aux trois sucres (gélose
Stériliser par filtration et contrôler la stérilité.
TSI)
(Pour les détails relatifs à la technique de stérilisation par
Composition
filtration, faire référence à un document approprié sur la
extrait de viande
microbiologie.)
extrait de levure
peptone
6.2.7.3 MILIEU COMPLET
chlorure de sodium
Composition
lactose
saccharose
950 ml
milieu de base (6.2.7.1)
glucose
solution d‘urée (6.2.7.2) 50 ml
citrate de fer(ll1)
thiosulfate de sodium
Préparation
rouge de phénol
En opérant de façon stérile, ajouter la solution d‘urée au
gélose
milieu de base.
eau
4
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Ajuster le pH de sorte qu'après stérilisation il soit de
Ajuster le pH de sorte qu'il soit de 6,8 ? 0.1 à 40 OC.
6,8 k 0.1 à 20 OC.
Répartir le milieu complet par quantités de 10 ml dans
Répartir le milieu par quantités de 5 ml dans des tubes
des tubes stériles.
de culture étroits, de 8 mm de diamètre et 160 mm de
Laisser reposer en position inclinée.
longueur approximativement.
6.2.8 Gélose nutritive semi-solide
Stériliser le milieu durant 10 min à 121 ? 1 OC.
Composition
6.2.1 1
Réactif à la P-galactosidase
extrait de viande 3,O g
6.2.11.1 SOLUTION TAMPON
peptone 5,O g
gélose 8,O g
Composition
eau 1 O00 ml
dihydrogéno-orthophosphate de sodium
Prépara tion
(Na H2P04) 6,9 g
hydroxyde de sodium
Dissoudre les composants de base déshydratés dans l'eau,
3 ml
0.1 N (4 g/I) environ
en opérant à l'ébullition.
eau, quantité suffisante pour 50 ml
e
Ajuster le pH de sorte qu'après stérilisation il soit de
Préparation
7,O ? 0,l à 40 OC.
Dissoudre le dihydrogéno-orthophosphate de sodium
Répartir le milieu dans des flacons de 500 ml de capacité
,dans 45 ml d'eau environ.
maximale.
Ajuster le pH à 7,O ? 0,l avec environ 3 ml de la solution
Stériliser le milieu durant 20 min à 121 k 1 OC.
d'hydroxyde de sodium.
Préparation des plaques de gélose
Compléter à 50 ml avec de l'eau.
Verser dans des petites boîtes de Pétri stériles (7.2.5.2) Conserver au réfrigérateur.
environ 15 ml du milieu complet fraîchement préparé.
6.2.11.2 SOLUTION D~ONPG
les plaques ne doivent pas être séchées.
Composition
6.2.9 Solution saline
orthonitrophényl 0-D-galactopyranoside (ONPG) 80 mg
Composition
eau 15 ml
chlorure de sodium
83 g
Préparation
eau 1 O00 ml
Dissoudre I'ONPG dans l'eau à 50 OC.
Prépara tion
Refroidir la solution.
111)
Dissoudre le chlorure de sodium dans l'eau, en opérant à
I 'ébu I I it ion.
6.2.11.3 RÉACTIF COMPLET
Ajuster le pH de sorte qu'après stérilisation il soit de
Composition
7,O ?0,1 à 20 OC.
solution tampon (6.2.1 1 .I)
5 ml
Répartir la solution dans des flacons ou dans des tubes,
solution d'ONPG (6.2.1 1.2)
15 ml
de façon qu'ils contiennent 90 à 100 ml de diluant après
Préparation
stérilisation.
Ajouter la solution tampon à la solution d'ONPG.
1 OC.
Stériliser la solution durant 20 min à 121
conserver ie réactif complet à 4 OC un mois au
6.2.10 Milieu de décarboxylation à la lysine
maximum. fpw la dac%on
Composition
6.2.12 Réactiu de Voges-Proskauer (méthode rapide de
nohydrochlorure de I-lysine
Barry et Feeney)
extrait de levure
6.2.12.1 MILIEU VP
glucose
pourpre de bromocrésol 0,015 g
Composition
eau 1 O00 ml
peptone 7,O g
Préparation
glucose 5,O g
Dissoudre les composants dans l'eau, en opérant à phosphate dipotassique (K, HP04) 5,O g
l'ébullition. eau 1 O00 ml
5
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6.3 Sérums
Prépara tion
On peut trouver dans le commerce plusieurs sérums
Dissoudre les composants dans l'eau.
anti -salmonella?, c'est-à-d i re des ant i-sérums con te na n t un
Ajuster le pH à 6,9 et filtrer.
ou plusieurs groupes ((0)) (dénommés anti-sérums ((0))
monovalents ou polyvalents), des anti-serums Vi et des
Stériliser le milieu pendant 20 min à 11 5 OC.
anti-sérums contenant un ou plusieurs groupes (( HN
(dénommés anti-sérums «Hs monovalents ou polyvalents).
6.2.12.2 SOLUTION DE CRÉATINE
Pour chaque sérum, suivre les instr
...
Questions, Comments and Discussion
Ask us and Technical Secretary will try to provide an answer. You can facilitate discussion about the standard in here.