SIST ISO 16000-18:2013
Indoor air - Part 18: Detection and enumeration of moulds - Sampling by impaction
Indoor air - Part 18: Detection and enumeration of moulds - Sampling by impaction
This part of ISO 16000 specifies requirements for short-term (1 min to 10 min) sampling of moulds in indoor air by impaction on solid agar media. Following the instructions given, a sample is obtained for subsequent detection of moulds by cultivation in accordance with ISO 16000-17.
Air intérieur - Partie 18: Détection et dénombrement des moisissures - Échantillonnage par impaction
L'ISO 16000-18:2011 sp�cifie les exigences d'�chantillonnage de courte dur�e (1 min � 10 min) des moisissures dans l'air int�rieur par impaction sur milieu g�los� solide. En suivant les instructions donn�es, un �chantillon est pr�lev� pour d�tection ult�rieure des moisissures par culture, conform�ment � l'ISO 16000‑17.
Notranji zrak - 18. del: Ugotavljanje prisotnosti in števila gliv - Vzorčenje z impakcijo
Ta del standarda ISO 16000 določa zahteve za kratkoročno (od 1 do 10 min) vzorčenje gliv v notranjem zraku z impakcijo na trdem agarju. Z upoštevanjem danih navodil se vzorec v skladu s standardom ISO 16000-17 pridobi za nadaljnje ugotavljanje prisotnosti gliv s kultivacijo.
General Information
Relations
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Standards Content (Sample)
INTERNATIONAL ISO
STANDARD 16000-18
First edition
2011-07-01
Indoor air —
Part 18:
Detection and enumeration of moulds —
Sampling by impaction
Air intérieur —
Partie 18: Détection et dénombrement des moisissures —
Échantillonnage par impaction
Reference number
ISO 16000-18:2011(E)
©
ISO 2011
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ISO 16000-18:2011(E)
COPYRIGHT PROTECTED DOCUMENT
© ISO 2011
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Published in Switzerland
ii © ISO 2011 – All rights reserved
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ISO 16000-18:2011(E)
Contents Page
Foreword .iv
Introduction.v
1 Scope.1
2 Normative references.1
3 Terms and definitions .1
4 Principle.3
5 Apparatus and materials.3
5.1 Sampling device .3
5.2 Equipment for preparing the agar plates .4
5.3 Equipment for sampling .4
6 Culture media and reagents .4
6.1 General .4
6.2 Dichloran 18 % glycerol agar (DG18) .4
6.3 Malt-extract agar.5
6.4 Potato dextrose agar.5
7 Measurement procedure.6
7.1 Preparation for sampling.6
7.2 Sampling.6
7.3 Sampling period and sampling volume .7
7.4 Transport and storage .7
8 Sampling efficiency and method limitations .8
9 Calibration of flow rate, function control and maintenance of the sampling system .8
9.1 Calibration of flow rate.8
9.2 Function control and maintenance of the sampling system .8
10 Quality assurance.8
11 Sampling protocol .9
12 Performance characteristics .9
Annex A (informative) Technical description of a suitable one stage sieve impactor .10
Annex B (informative) Sampling protocol .11
Annex C (informative) Sample exchange for method validation.12
Bibliography.20
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ISO 16000-18:2011(E)
Foreword
ISO (the International Organization for Standardization) is a worldwide federation of national standards bodies
(ISO member bodies). The work of preparing International Standards is normally carried out through ISO
technical committees. Each member body interested in a subject for which a technical committee has been
established has the right to be represented on that committee. International organizations, governmental and
non-governmental, in liaison with ISO, also take part in the work. ISO collaborates closely with the
International Electrotechnical Commission (IEC) on all matters of electrotechnical standardization.
International Standards are drafted in accordance with the rules given in the ISO/IEC Directives, Part 2.
The main task of technical committees is to prepare International Standards. Draft International Standards
adopted by the technical committees are circulated to the member bodies for voting. Publication as an
International Standard requires approval by at least 75 % of the member bodies casting a vote.
Attention is drawn to the possibility that some of the elements of this document may be the subject of patent
rights. ISO shall not be held responsible for identifying any or all such patent rights.
ISO 16000-18 was prepared by Technical Committee ISO/TC 146, Air quality, Subcommittee SC 6, Indoor air.
ISO 16000 consists of the following parts, under the general title Indoor air:
⎯ Part 1: General aspects of sampling strategy
⎯ Part 2: Sampling strategy for formaldehyde
⎯ Part 3: Determination of formaldehyde and other carbonyl compounds in indoor air and test chamber
air — Active sampling method
⎯ Part 4: Determination of formaldehyde — Diffusive sampling method
⎯ Part 5: Sampling strategy for volatile organic compounds (VOCs)
⎯ Part 6: Determination of volatile organic compounds in indoor and test chamber air by active sampling on
®
Tenax TA sorbent, thermal desorption and gas-chromatography using MS or MS-FID
⎯ Part 7: Sampling strategy for determination of airborne asbestos fibre concentrations
⎯ Part 8: Determination of local mean ages of air in buildings for characterizing ventilation conditions
⎯ Part 9: Determination of the emission of volatile organic compounds from building products and
furnishing — Emission test chamber method
⎯ Part 10: Determination of the emission of volatile organic compounds from building products and
furnishing — Emission test cell method
⎯ Part 11: Determination of the emission of volatile organic compounds from building products and
furnishing — Sampling, storage of samples and preparation of test specimens
⎯ Part 12: Sampling strategy for polychlorinated biphenyls (PCBs), polychlorinated dibenzo-p-dioxins
(PCDDs), polychlorinated dibenzofurans (PCDFs) and polycyclic aromatic hydrocarbons (PAHs)
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ISO 16000-18:2011(E)
⎯ Part 13: Determination of total (gas and particle-phase) polychlorinated dioxin-like biphenyls (PCBs) and
polychlorinated dibenzo-p-dioxins/dibenzofurans (PCDDs/PCDFs) — Collection on sorbent-backed filters
⎯ Part 14: Determination of total (gas and particle-phase) polychlorinated dioxin-like biphenyls (PCBs) and
polychlorinated dibenzo-p-dioxins/dibenzofurans (PCDDs/PCDFs) — Extraction, clean-up and analysis by
high-resolution gas chromatography and mass spectrometry
⎯ Part 15: Sampling strategy for nitrogen dioxide (NO )
2
⎯ Part 16: Detection and enumeration of moulds — Sampling by filtration
⎯ Part 17: Detection and enumeration of moulds — Culture-based method
⎯ Part 18: Detection and enumeration of moulds — Sampling by impaction
⎯ Part 19: Sampling strategy for moulds
⎯ Part 23: Performance test for evaluating the reduction of formaldehyde concentrations by sorptive
building materials
⎯ Part 24: Performance test for evaluating the reduction of volatile organic compound (except
formaldehyde) concentrations by sorptive building materials
⎯ Part 25: Determination of the emission of semi-volatile organic compounds by building products — Micro-
chamber method
⎯ Part 26: Sampling strategy for carbon dioxide (CO )
2
⎯ Part 28: Determination of odour emissions from building products using test chambers
The following parts are under preparation:
⎯ Part 21: Detection and enumeration of moulds — Sampling from materials
⎯ Part 27: Determination of settled fibrous dust on surfaces by SEM (scanning electron microscopy) (direct
method)
⎯ Part 29: Test methods for VOC detectors
⎯ Part 30: Sensory testing of indoor air
⎯ Part 31: Measurement of flame retardants and plasticizers based on organophosphorus compounds —
Phosphoric acid ester
⎯ Part 32: Investigation of constructions on pollutants and other injurious factors — Inspections
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ISO 16000-18:2011(E)
Introduction
Mould is a common name for filamentous fungi from different taxonomic groups (Ascomycetes, Zygomycetes,
and their anamorphic states formerly known as deuteromycetes or fungi imperfecti). They form a mycelium
and spores by which they become visible macroscopically. Most spores are in the size range 2 µm to 10 µm,
while some go up to 30 µm and a very few up to 100 µm. Spores of some mould genera are small and
become airborne very easily (e.g. Aspergillus, Penicillium) while others are bigger or embedded in a slime
matrix (e.g. Stachybotrys, Fusarium) and are less mobile.
Mould spores are widely distributed in the outdoor environment and, therefore, occur in varying concentrations
also indoors. Growth of moulds in indoor environments, however, should be considered a hygienic problem
because epidemiological studies have revealed that dampness or mould growth in homes and health
impairment of occupants are closely related.
Harmonized methods for sampling, detection, and enumeration of moulds, including standards for sampling
strategies, are important for comparative assessment of mould problems indoors. Before taking any
measurements, a measurement strategy is required.
This part of ISO 16000 specifies a method for active short-term sampling (1 min to 10 min) whereas an active
long-term sampling procedure (0,5 h to several hours) is specified in ISO 16000-16.
[11]
This part of ISO 16000 is based on parts of VDI 4300 Part 10:2008 .
[8][9] [3]–[7]
ISO 16017 and ISO 12219 also focus on volatile organic compound (VOC) measurements.
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INTERNATIONAL STANDARD ISO 16000-18:2011(E)
Indoor air —
Part 18:
Detection and enumeration of moulds — Sampling by impaction
WARNING — The use of this part of ISO 16000 may involve hazardous materials, operations and
equipment. This part of ISO 16000 does not purport to address any safety problems associated with
its use. It is the responsibility of the user of this part of ISO 16000 to establish appropriate safety and
health practices and determine the applicability of regulatory limitations prior to use.
1 Scope
This part of ISO 16000 specifies requirements for short-term (1 min to 10 min) sampling of moulds in indoor
air by impaction on solid agar media. Following the instructions given, a sample is obtained for subsequent
detection of moulds by cultivation in accordance with ISO 16000-17.
2 Normative references
The following referenced documents are indispensable for the application of this document. For dated
references, only the edition cited applies. For undated references, the latest edition of the referenced
document (including any amendments) applies.
ISO 16000-16, Indoor air — Part 16: Detection and enumeration of moulds — Sampling by filtration
ISO 16000-17, Indoor air — Part 17: Detection and enumeration of moulds — Culture-based method
3 Terms and definitions
For the purpose of this document, the following terms and definitions apply.
3.1
aerodynamic diameter
3
diameter of a sphere of density 1 g/cm with the same terminal velocity due to gravitational force in calm air as
the particle, under the prevailing conditions of temperature, pressure and relative humidity
[2]
NOTE Adapted from ISO 7708:1995 , 2.2.
3.2
biological preservation efficiency
capacity of the sampler to maintain the viability of the airborne microorganisms during collection and also to
keep the microbial products intact
[10]
[EN 13098:2000 ]
© ISO 2011 – All rights reserved 1
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ISO 16000-18:2011(E)
3.3
colony forming unit
cfu
unit by which the culturable number of microorganisms is expressed
[10]
[EN 13098:2000 ]
NOTE 1 One colony can originate from one microorganism, from aggregates of many microorganisms as well as from
one or many microorganisms attached to a particle.
NOTE 2 The number of colonies can depend on the cultivation conditions.
3.4
cut-off value
particle size (aerodynamic diameter) for which the sampling efficiency is 50 %
3.5
cultivation
〈air quality〉 growing of microorganisms on culture media
[ISO 16000-16:2008, 3.6]
3.6
filamentous fungus
fungus growing in the form of filaments of cells known as hyphae
NOTE 1 Hyphae aggregated in bundles are called mycelia.
NOTE 2 The term “filamentous fungi” differentiates fungi with hyphal growth from yeasts.
[ISO 16000-16:2008, 3.3]
3.7
impaction
sampling of particles suspended in air by inertial separation on a solid surface
[1]
NOTE For the purposes of this part of ISO 16000, the solid surface consists of agar (see also ISO 4225:1994 , 3.18,
3.49 which define devices using impaction).
3.8
microorganism
any microbial entity, cellular or non-cellular, capable of replication or of transferring of genetic material, or
entities that have lost these properties
[10]
[EN 13098:2000 ]
3.9
mould
〈air quality〉 filamentous fungi from several taxonomic groups, namely Ascomycetes, Zygomycetes, and their
anamorphic states formerly known as deuteromycetes or fungi imperfecti
NOTE Moulds form different types of spores depending on the taxonomic group they belong to, namely conidiospores
(conidia), sporangiospores or ascospores.
[ISO 16000-16:2008, 3.9]
3.10
physical sampling efficiency
capacity of the sampler to collect particles with specific sizes suspended in air
[10]
[EN 13098:2000 ]
2 © ISO 2011 – All rights reserved
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ISO 16000-18:2011(E)
3.11
total sampling efficiency
product of the physical sampling efficiency and the biological preservation efficiency
[10]
[EN 13098:2000 ]
4 Principle
A defined quantity of air is drawn through an impactor containing one or several plates with agar medium
(DG18 and malt-extract or potato dextrose agar). The particles in the air stream impact on the agar surface
due to their inertia when the direction of the air flow is diverted to bypass the solid surface.
Airborne moulds are thereby collected directly on the agar plates.
The sampling device is constructed for the detection of particles in the size of mould spores (>1 µm to
~30 µm). To achieve this, the cut-off value of the sampling device should preferably be 1 µm or less and shall
not be more than 2 µm.
NOTE Two main types of impactors are widely used and available commercially: a) slit samplers; b) sieve samplers.
In slit samplers, air is drawn through a narrow slit and particles are impacted on to a rotating agar plate. In sieve samplers,
air is drawn through a perforated plate (sieve) with holes of a defined diameter and particles are impacted on to an agar
plate fixed below. Sieve samplers can be operated as stacks with different sieves leading to different flow velocities to
collect different particle size fractions (i.e. the six-stage Andersen impactor). Validation data are only provided for single
stage sieve impactors (mainly with ≥300 holes) using agar plates with a diameter of 9 cm.
After sampling, the mould spores are cultivated and resulting colonies counted in accordance with the
procedure specified in ISO 16000-17.
5 Apparatus and materials
5.1 Sampling device
A detailed example of a single stage sieve impactor is given in Annex A. Impactors with several stages are
only used for special purposes when a size fractioning of the particles is required.
5.1.1 Stand, to position the impactor at the sampling height needed.
5.1.2 Impactor, slit or sieve type.
5.1.3 Agar plates, diameter 9 cm, containing DG18 agar and malt-extract or potato dextrose agar (see
Clause 6).
5.1.4 Vacuum pump ensuring a constant flow rate during continuous operation.
5.1.5 Gas volume meter to determine the gas volume sucked at the sampling head, in operating cubic
metres.
5.1.6 Timer for presetting the time and duration of sampling.
5.1.7 Protective housing (optional, mainly for outdoor use) to protect the impactor from harmful
environmental conditions.
© ISO 2011 – All rights reserved 3
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ISO 16000-18:2011(E)
5.2 Equipment for preparing the agar plates
Usual microbiological laboratory equipment, and in particular the following.
5.2.1 pH meter with an accuracy of ±0,1.
5.2.2 Petri dishes vented, sterile, diameter ∼9 cm.
5.2.3 Autoclave capable of being operated at (121 ± 3) °C and (115 ± 3) °C.
5.3 Equipment for sampling
5.3.1 Plastic bags to protect the agar plates during transport.
5.3.2 Insulated and refrigerated container for transport of agar plates below 25 °C.
5.3.3 Disinfectant, e.g. isopropanol or ethanol (70 % volume fraction).
5.3.4 Compressed air (oil-free, optional) for drying the equipment after disinfection.
6 Culture media and reagents
6.1 General
All reagents and chemicals shall be of recognized quality “for microbiology” or better. Water used shall be
distilled or of equivalent quality.
Use of commercially available, dehydrated substrates is encouraged, provided they comply with the
descriptions given. They shall be prepared according to the instructions from the manufacturer.
6.2 Dichloran 18 % glycerol agar (DG18)
The components are listed in Table 1.
Table 1 — Composition of dichloran 18 % mass fraction glycerol agar (DG18 agar)
Component Quantity
a
Peptone 5,0 g
Glucose 10,0 g
Potassium dihydrogenphosphate (KH PO) 1,0 g
2 4
Magnesium sulfate heptahydrate (MgSO ·7HO) 0,5 g
4 2
Dichloran (2,6-dichloro-4-nitroaniline) 0,2 % mass fraction in ethanol (100 %) 1,0 ml
Chloramphenicol 0,1 g
b
Glycerol 220 g
Agar 15,0 g
Water 1 000 ml
a
Different peptones are used by different manufacturers (e.g. casein peptone, mycological peptone). This
does not usually influence the quantitative results of the measurements, but can have an influence on the
appearance of the colonies. Positive controls for comparison of recovery and of morphological appearance of
the colonies are, therefore, important.
b
18 % mass fraction of ~1 220 g gives a final mass of ~220 g.
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ISO 16000-18:2011(E)
Add minor ingredients and agar to ~800 ml water and dissolve by boiling. Make up to 1 000 ml and add 220 g
glycerol. Sterilize in an autoclave at (121 ± 3) °C for (15 ± 1) min. After sterilization, the pH shall correspond to
5,6 ± 0,2 at 25 °C. Dispense aliquots of about 20 ml into Petri dishes.
Plates of DG18 agar in bags may be kept for up to 1 week at (15 ± 3) °C in the dark.
NOTE 1 Dependent on the concomitant flora, other antibiotics, e.g. streptomycin or ampicillin, can be useful, providing
they have been shown not to influence the test results.
NOTE 2 DG18 agar is suitable for the detection of a wide spectrum of xerophilic fungi (i.e. preferring dryness). Glycerol
reduces the water activity, a to 0,95. Chloramphenicol inhibits bacteria, especially gram-negative bacteria. Dichloran
a
inhibits the spreading of fast-growing mould colonies and thus prevents overgrowing of slow-growing colonies.
6.3 Malt-extract agar
The components are listed in Table 2.
Table 2 — Composition of malt-extract agar
Component Quantity
Malt-extract 30,0 g
Peptone from soy 3,0 g
Agar 15,0 g
Water 1 000 ml
NOTE 1 The addition of chloramphenicol (0,05 g/l) can be necessary if samples contain high concentrations of bacteria.
NOTE 2 Dependent on the concomitant flora, other antibiotics, e.g. streptomycin or ampicillin, can be useful providing
they have been shown not to influence the test results.
Add ingredients and agar to the water and dissolve by boiling. Sterilize in an autoclave at (115 ± 3) °C for
(10 ± 1) min. After sterilization, the pH shall correspond to 5,5 ± 0,2 at 25 °C. Dispense aliquots of about 20 ml
into Petri dishes.
Plates of malt-extract agar in bags will keep for up to 1 month at (5 ± 3) °C in the dark.
IMPORTANT — Many commercial malt-extract agars with different compositions are available. Check
that the ingredients correspond to the composition given in Table 2.
6.4 Potato dextrose agar
The components are listed in Table 3.
Table 3 — Composition of potato dextrose agar
Component Quantity
Potato extract 4,0 g
Glucose 20,0 g
Agar 15,0 g
Water 1 000 ml
NOTE 1 The addition of chloramphenicol (0,05 g/l) can be necessary if samples contain high concentrations of bacteria.
NOTE 2 Dependent on the concomitant flora, other antibiotics, e.g. streptomycin or ampicillin, can be useful, providing
they have been shown not to influence the test results.
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ISO 16000-18:2011(E)
Add ingredients and agar to the water and dissolve by boiling. Sterilize in an autoclave at (115 ± 3) °C for
(10 ± 1) min. After sterilization, the pH shall correspond to 5,6 ± 0,2 at 25 °C. Dispense aliquots of about 20 ml
into Petri dishes.
Plates of potato dextrose agar in bags will keep for up to 1 month at (5 ± 3) °C in the dark.
7 Measurement procedure
7.1 Preparation for sampling
Prepare the required number of impactors and agar plates in accordance with the measurement task and the
measurement strategy. For routine measurements with a single stage impactor, different air volumes in
parallel (e.g. 2 × 50 l and 2 × 100 l) are recommended at each sampling point as well as one field blank for
each monitoring exercise. A minimum of four to five DG18 agar plates and four to five malt-extract or potato
dextrose agar plates are, therefore, needed for each sampling point.
Check the equipment for completeness and functionality with a check list.
Verify the calibration validity of the sampling device; otherwise conduct new calibration prior to the beginning
of the measurements (see Clause 9).
Use a sterile device containing the slit or sieve for each measurement point. Alternatively, disinfect the slit or
sieve with ethanol or isopropanol (70 % volume fraction) and air dry it afterwards (e.g. with compressed air).
Subsequently, draw air through the impactor without agar plates for several minutes at the new sampling point
prior to sampling with the agar plate in place.
Assemble the sampling train according to Figure 1.
7.2 Sampling
Perform function control at regular intervals. Function control implies primarily the volumetric flow control (see
Clause 9).
Sampling is usually conducted 0,75 m to 1,5 m above ground. For special investigations, other heights can be
applicable. Take care when sampling at low heights that no settled house dust is sucked into the sampling
device. The orientation of the inlet of the impactor in indoor environments without air currents is of minor
importance. A hanging sampling head is only necessary in case of strong air movements (e.g. comparative
measurements outdoors).
Place the agar plates in the impactors with the lid removed. Take care to avoid contamination of the agar
plates or the sampling device.
Start the sampling device in accordance with the manufacturer's operating instructions.
After sampling, remove the agar plates from the sampling apparatus, close the lid and pack them in plastic
bags in order to avoid any secondary contamination.
Complete a sampling protocol (see Clause 11 and Annex B).
Multiple measurements using different sampling volumes are recommended. This is especially important when
the level of the anticipated concentration of moulds is not known. Use a new agar plate for each sampling.
Take a minimum of one field blank for each agar medium at each monitoring exercise. Take the blank
preferably in the middle of the measurement series in an identical manner as the real sample, but without
drawing air through the sampling apparatus. For this purpose place an agar plate with the lid open in the
impactor with the pump switched-off, then remove, close, pack, and analytically process the plate. Avoid a
prolonged exposure of the opened agar plate to ambient air. The resulting blank represents the number of cfu
entering the sample simply by handling the agar plates during sampling.
6 © ISO 2011 – All rights reserved
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ISO 16000-18:2011(E)
Dimensions in metres
Key
1 impactor and stand
2 gas volume meter (e.g. orifice plate, thermal mass flow rate meter)
3 electronic circuit for conversion into operating cubic metres
4 display for sampling air volume in operating cubic metres
5 vacuum pump
6 timer
7 filter for abraded material (if a rotary vane vacuum pump is used)
8 protective housing (if necessary under adverse environmental conditions)
T air temperature
A
p atmospheric pressure
A
T temperature of the sample gas
G
p pressure of the sample gas
G
V sample gas volume
B
Figure 1 — Schematic diagram of the sampling train
7.3 Sampling period and sampling volume
The sampling period and sampling volume are determined by the measurement task and the expected mould
concentration. Usual sampling times are 1 min to 10 min. Sampling volumes below 50 l are not recommended
because of the error in determining the sampled air volume due to the dead volume of the sampling device
(see Annex C).
7.4 Transport and storage
Protect agar plates from disturbing impacts (sunshine, humidity or desiccation, heat and dust, etc.) and
transport them to the laboratory immediately after sampling with the sampling surface up in closed containers
(see 5.3.2). Transport temperature shall not exceed the incubation temperature of (25 ± 3) °C. Cool samples
during transport, if necessary. Take care not to freeze them and avoid very low temperatures because of
condensation problems. Document conditions during transport (temperature, humidity, duration). Process
samples preferably within 24 h, but not later than 48 h after the end of the sampling period.
© ISO 2011 – All rights reserved 7
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ISO 16000-18:2011(E)
8 Sampling efficiency and method limitations
The limitations of the method are determined by the physical and biological sampling efficiency.
The physical sampling efficiency is given by the cut-off value of the sampling device. The cut-off value should
preferably be 1 µm or less and shall not be more than 2 µm to allow for efficient sampling of small spores.
The effect of desiccation, influencing the biological sampling efficiency, is not constant, but depends on
temperature, relative humidity, sampling time, and the type of mould at the moment of measurement. Risk of
desiccation during impaction is low due to short sampling times and impaction directly on agar plates.
The optimal range of colony numbers for counting is 20 to 40 per agar plate (for the range of 10 to
100 colonies per plate, see ISO 16000-17). It is, therefore, essential that the sampling volume be adjusted to
the expected concentration of fungi in the air to avoid:
⎯ overloading of the plates leading to an underestimation of the concentration (see Annex C);
⎯ numbers of colonies per plate which are too low to give statistically valid results.
9 Calibration of flow rate, function control and maintenance of the sampling syst
...
SLOVENSKI STANDARD
SIST ISO 16000-18:2013
01-december-2013
1RWUDQML]UDNGHO 8JRWDYOMDQMHSULVRWQRVWLLQãWHYLODJOLY9]RUþHQMH]
LPSDNFLMR
Indoor air - Part 18: Detection and enumeration of moulds - Sampling by impaction
Air intérieur - Partie 18: Détection et dénombrement des moisissures - Échantillonnage
par impaction
Ta slovenski standard je istoveten z: ISO 16000-18:2011
ICS:
13.040.20 Kakovost okoljskega zraka Ambient atmospheres
SIST ISO 16000-18:2013 en,fr
2003-01.Slovenski inštitut za standardizacijo. Razmnoževanje celote ali delov tega standarda ni dovoljeno.
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SIST ISO 16000-18:2013
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SIST ISO 16000-18:2013
INTERNATIONAL ISO
STANDARD 16000-18
First edition
2011-07-01
Indoor air —
Part 18:
Detection and enumeration of moulds —
Sampling by impaction
Air intérieur —
Partie 18: Détection et dénombrement des moisissures —
Échantillonnage par impaction
Reference number
ISO 16000-18:2011(E)
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ISO 2011
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SIST ISO 16000-18:2013
ISO 16000-18:2011(E)
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SIST ISO 16000-18:2013
ISO 16000-18:2011(E)
Contents Page
Foreword .iv
Introduction.v
1 Scope.1
2 Normative references.1
3 Terms and definitions .1
4 Principle.3
5 Apparatus and materials.3
5.1 Sampling device .3
5.2 Equipment for preparing the agar plates .4
5.3 Equipment for sampling .4
6 Culture media and reagents .4
6.1 General .4
6.2 Dichloran 18 % glycerol agar (DG18) .4
6.3 Malt-extract agar.5
6.4 Potato dextrose agar.5
7 Measurement procedure.6
7.1 Preparation for sampling.6
7.2 Sampling.6
7.3 Sampling period and sampling volume .7
7.4 Transport and storage .7
8 Sampling efficiency and method limitations .8
9 Calibration of flow rate, function control and maintenance of the sampling system .8
9.1 Calibration of flow rate.8
9.2 Function control and maintenance of the sampling system .8
10 Quality assurance.8
11 Sampling protocol .9
12 Performance characteristics .9
Annex A (informative) Technical description of a suitable one stage sieve impactor .10
Annex B (informative) Sampling protocol .11
Annex C (informative) Sample exchange for method validation.12
Bibliography.20
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SIST ISO 16000-18:2013
ISO 16000-18:2011(E)
Foreword
ISO (the International Organization for Standardization) is a worldwide federation of national standards bodies
(ISO member bodies). The work of preparing International Standards is normally carried out through ISO
technical committees. Each member body interested in a subject for which a technical committee has been
established has the right to be represented on that committee. International organizations, governmental and
non-governmental, in liaison with ISO, also take part in the work. ISO collaborates closely with the
International Electrotechnical Commission (IEC) on all matters of electrotechnical standardization.
International Standards are drafted in accordance with the rules given in the ISO/IEC Directives, Part 2.
The main task of technical committees is to prepare International Standards. Draft International Standards
adopted by the technical committees are circulated to the member bodies for voting. Publication as an
International Standard requires approval by at least 75 % of the member bodies casting a vote.
Attention is drawn to the possibility that some of the elements of this document may be the subject of patent
rights. ISO shall not be held responsible for identifying any or all such patent rights.
ISO 16000-18 was prepared by Technical Committee ISO/TC 146, Air quality, Subcommittee SC 6, Indoor air.
ISO 16000 consists of the following parts, under the general title Indoor air:
⎯ Part 1: General aspects of sampling strategy
⎯ Part 2: Sampling strategy for formaldehyde
⎯ Part 3: Determination of formaldehyde and other carbonyl compounds in indoor air and test chamber
air — Active sampling method
⎯ Part 4: Determination of formaldehyde — Diffusive sampling method
⎯ Part 5: Sampling strategy for volatile organic compounds (VOCs)
⎯ Part 6: Determination of volatile organic compounds in indoor and test chamber air by active sampling on
®
Tenax TA sorbent, thermal desorption and gas-chromatography using MS or MS-FID
⎯ Part 7: Sampling strategy for determination of airborne asbestos fibre concentrations
⎯ Part 8: Determination of local mean ages of air in buildings for characterizing ventilation conditions
⎯ Part 9: Determination of the emission of volatile organic compounds from building products and
furnishing — Emission test chamber method
⎯ Part 10: Determination of the emission of volatile organic compounds from building products and
furnishing — Emission test cell method
⎯ Part 11: Determination of the emission of volatile organic compounds from building products and
furnishing — Sampling, storage of samples and preparation of test specimens
⎯ Part 12: Sampling strategy for polychlorinated biphenyls (PCBs), polychlorinated dibenzo-p-dioxins
(PCDDs), polychlorinated dibenzofurans (PCDFs) and polycyclic aromatic hydrocarbons (PAHs)
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SIST ISO 16000-18:2013
ISO 16000-18:2011(E)
⎯ Part 13: Determination of total (gas and particle-phase) polychlorinated dioxin-like biphenyls (PCBs) and
polychlorinated dibenzo-p-dioxins/dibenzofurans (PCDDs/PCDFs) — Collection on sorbent-backed filters
⎯ Part 14: Determination of total (gas and particle-phase) polychlorinated dioxin-like biphenyls (PCBs) and
polychlorinated dibenzo-p-dioxins/dibenzofurans (PCDDs/PCDFs) — Extraction, clean-up and analysis by
high-resolution gas chromatography and mass spectrometry
⎯ Part 15: Sampling strategy for nitrogen dioxide (NO )
2
⎯ Part 16: Detection and enumeration of moulds — Sampling by filtration
⎯ Part 17: Detection and enumeration of moulds — Culture-based method
⎯ Part 18: Detection and enumeration of moulds — Sampling by impaction
⎯ Part 19: Sampling strategy for moulds
⎯ Part 23: Performance test for evaluating the reduction of formaldehyde concentrations by sorptive
building materials
⎯ Part 24: Performance test for evaluating the reduction of volatile organic compound (except
formaldehyde) concentrations by sorptive building materials
⎯ Part 25: Determination of the emission of semi-volatile organic compounds by building products — Micro-
chamber method
⎯ Part 26: Sampling strategy for carbon dioxide (CO )
2
⎯ Part 28: Determination of odour emissions from building products using test chambers
The following parts are under preparation:
⎯ Part 21: Detection and enumeration of moulds — Sampling from materials
⎯ Part 27: Determination of settled fibrous dust on surfaces by SEM (scanning electron microscopy) (direct
method)
⎯ Part 29: Test methods for VOC detectors
⎯ Part 30: Sensory testing of indoor air
⎯ Part 31: Measurement of flame retardants and plasticizers based on organophosphorus compounds —
Phosphoric acid ester
⎯ Part 32: Investigation of constructions on pollutants and other injurious factors — Inspections
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SIST ISO 16000-18:2013
ISO 16000-18:2011(E)
Introduction
Mould is a common name for filamentous fungi from different taxonomic groups (Ascomycetes, Zygomycetes,
and their anamorphic states formerly known as deuteromycetes or fungi imperfecti). They form a mycelium
and spores by which they become visible macroscopically. Most spores are in the size range 2 µm to 10 µm,
while some go up to 30 µm and a very few up to 100 µm. Spores of some mould genera are small and
become airborne very easily (e.g. Aspergillus, Penicillium) while others are bigger or embedded in a slime
matrix (e.g. Stachybotrys, Fusarium) and are less mobile.
Mould spores are widely distributed in the outdoor environment and, therefore, occur in varying concentrations
also indoors. Growth of moulds in indoor environments, however, should be considered a hygienic problem
because epidemiological studies have revealed that dampness or mould growth in homes and health
impairment of occupants are closely related.
Harmonized methods for sampling, detection, and enumeration of moulds, including standards for sampling
strategies, are important for comparative assessment of mould problems indoors. Before taking any
measurements, a measurement strategy is required.
This part of ISO 16000 specifies a method for active short-term sampling (1 min to 10 min) whereas an active
long-term sampling procedure (0,5 h to several hours) is specified in ISO 16000-16.
[11]
This part of ISO 16000 is based on parts of VDI 4300 Part 10:2008 .
[8][9] [3]–[7]
ISO 16017 and ISO 12219 also focus on volatile organic compound (VOC) measurements.
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SIST ISO 16000-18:2013
INTERNATIONAL STANDARD ISO 16000-18:2011(E)
Indoor air —
Part 18:
Detection and enumeration of moulds — Sampling by impaction
WARNING — The use of this part of ISO 16000 may involve hazardous materials, operations and
equipment. This part of ISO 16000 does not purport to address any safety problems associated with
its use. It is the responsibility of the user of this part of ISO 16000 to establish appropriate safety and
health practices and determine the applicability of regulatory limitations prior to use.
1 Scope
This part of ISO 16000 specifies requirements for short-term (1 min to 10 min) sampling of moulds in indoor
air by impaction on solid agar media. Following the instructions given, a sample is obtained for subsequent
detection of moulds by cultivation in accordance with ISO 16000-17.
2 Normative references
The following referenced documents are indispensable for the application of this document. For dated
references, only the edition cited applies. For undated references, the latest edition of the referenced
document (including any amendments) applies.
ISO 16000-16, Indoor air — Part 16: Detection and enumeration of moulds — Sampling by filtration
ISO 16000-17, Indoor air — Part 17: Detection and enumeration of moulds — Culture-based method
3 Terms and definitions
For the purpose of this document, the following terms and definitions apply.
3.1
aerodynamic diameter
3
diameter of a sphere of density 1 g/cm with the same terminal velocity due to gravitational force in calm air as
the particle, under the prevailing conditions of temperature, pressure and relative humidity
[2]
NOTE Adapted from ISO 7708:1995 , 2.2.
3.2
biological preservation efficiency
capacity of the sampler to maintain the viability of the airborne microorganisms during collection and also to
keep the microbial products intact
[10]
[EN 13098:2000 ]
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SIST ISO 16000-18:2013
ISO 16000-18:2011(E)
3.3
colony forming unit
cfu
unit by which the culturable number of microorganisms is expressed
[10]
[EN 13098:2000 ]
NOTE 1 One colony can originate from one microorganism, from aggregates of many microorganisms as well as from
one or many microorganisms attached to a particle.
NOTE 2 The number of colonies can depend on the cultivation conditions.
3.4
cut-off value
particle size (aerodynamic diameter) for which the sampling efficiency is 50 %
3.5
cultivation
〈air quality〉 growing of microorganisms on culture media
[ISO 16000-16:2008, 3.6]
3.6
filamentous fungus
fungus growing in the form of filaments of cells known as hyphae
NOTE 1 Hyphae aggregated in bundles are called mycelia.
NOTE 2 The term “filamentous fungi” differentiates fungi with hyphal growth from yeasts.
[ISO 16000-16:2008, 3.3]
3.7
impaction
sampling of particles suspended in air by inertial separation on a solid surface
[1]
NOTE For the purposes of this part of ISO 16000, the solid surface consists of agar (see also ISO 4225:1994 , 3.18,
3.49 which define devices using impaction).
3.8
microorganism
any microbial entity, cellular or non-cellular, capable of replication or of transferring of genetic material, or
entities that have lost these properties
[10]
[EN 13098:2000 ]
3.9
mould
〈air quality〉 filamentous fungi from several taxonomic groups, namely Ascomycetes, Zygomycetes, and their
anamorphic states formerly known as deuteromycetes or fungi imperfecti
NOTE Moulds form different types of spores depending on the taxonomic group they belong to, namely conidiospores
(conidia), sporangiospores or ascospores.
[ISO 16000-16:2008, 3.9]
3.10
physical sampling efficiency
capacity of the sampler to collect particles with specific sizes suspended in air
[10]
[EN 13098:2000 ]
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SIST ISO 16000-18:2013
ISO 16000-18:2011(E)
3.11
total sampling efficiency
product of the physical sampling efficiency and the biological preservation efficiency
[10]
[EN 13098:2000 ]
4 Principle
A defined quantity of air is drawn through an impactor containing one or several plates with agar medium
(DG18 and malt-extract or potato dextrose agar). The particles in the air stream impact on the agar surface
due to their inertia when the direction of the air flow is diverted to bypass the solid surface.
Airborne moulds are thereby collected directly on the agar plates.
The sampling device is constructed for the detection of particles in the size of mould spores (>1 µm to
~30 µm). To achieve this, the cut-off value of the sampling device should preferably be 1 µm or less and shall
not be more than 2 µm.
NOTE Two main types of impactors are widely used and available commercially: a) slit samplers; b) sieve samplers.
In slit samplers, air is drawn through a narrow slit and particles are impacted on to a rotating agar plate. In sieve samplers,
air is drawn through a perforated plate (sieve) with holes of a defined diameter and particles are impacted on to an agar
plate fixed below. Sieve samplers can be operated as stacks with different sieves leading to different flow velocities to
collect different particle size fractions (i.e. the six-stage Andersen impactor). Validation data are only provided for single
stage sieve impactors (mainly with ≥300 holes) using agar plates with a diameter of 9 cm.
After sampling, the mould spores are cultivated and resulting colonies counted in accordance with the
procedure specified in ISO 16000-17.
5 Apparatus and materials
5.1 Sampling device
A detailed example of a single stage sieve impactor is given in Annex A. Impactors with several stages are
only used for special purposes when a size fractioning of the particles is required.
5.1.1 Stand, to position the impactor at the sampling height needed.
5.1.2 Impactor, slit or sieve type.
5.1.3 Agar plates, diameter 9 cm, containing DG18 agar and malt-extract or potato dextrose agar (see
Clause 6).
5.1.4 Vacuum pump ensuring a constant flow rate during continuous operation.
5.1.5 Gas volume meter to determine the gas volume sucked at the sampling head, in operating cubic
metres.
5.1.6 Timer for presetting the time and duration of sampling.
5.1.7 Protective housing (optional, mainly for outdoor use) to protect the impactor from harmful
environmental conditions.
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SIST ISO 16000-18:2013
ISO 16000-18:2011(E)
5.2 Equipment for preparing the agar plates
Usual microbiological laboratory equipment, and in particular the following.
5.2.1 pH meter with an accuracy of ±0,1.
5.2.2 Petri dishes vented, sterile, diameter ∼9 cm.
5.2.3 Autoclave capable of being operated at (121 ± 3) °C and (115 ± 3) °C.
5.3 Equipment for sampling
5.3.1 Plastic bags to protect the agar plates during transport.
5.3.2 Insulated and refrigerated container for transport of agar plates below 25 °C.
5.3.3 Disinfectant, e.g. isopropanol or ethanol (70 % volume fraction).
5.3.4 Compressed air (oil-free, optional) for drying the equipment after disinfection.
6 Culture media and reagents
6.1 General
All reagents and chemicals shall be of recognized quality “for microbiology” or better. Water used shall be
distilled or of equivalent quality.
Use of commercially available, dehydrated substrates is encouraged, provided they comply with the
descriptions given. They shall be prepared according to the instructions from the manufacturer.
6.2 Dichloran 18 % glycerol agar (DG18)
The components are listed in Table 1.
Table 1 — Composition of dichloran 18 % mass fraction glycerol agar (DG18 agar)
Component Quantity
a
Peptone 5,0 g
Glucose 10,0 g
Potassium dihydrogenphosphate (KH PO) 1,0 g
2 4
Magnesium sulfate heptahydrate (MgSO ·7HO) 0,5 g
4 2
Dichloran (2,6-dichloro-4-nitroaniline) 0,2 % mass fraction in ethanol (100 %) 1,0 ml
Chloramphenicol 0,1 g
b
Glycerol 220 g
Agar 15,0 g
Water 1 000 ml
a
Different peptones are used by different manufacturers (e.g. casein peptone, mycological peptone). This
does not usually influence the quantitative results of the measurements, but can have an influence on the
appearance of the colonies. Positive controls for comparison of recovery and of morphological appearance of
the colonies are, therefore, important.
b
18 % mass fraction of ~1 220 g gives a final mass of ~220 g.
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SIST ISO 16000-18:2013
ISO 16000-18:2011(E)
Add minor ingredients and agar to ~800 ml water and dissolve by boiling. Make up to 1 000 ml and add 220 g
glycerol. Sterilize in an autoclave at (121 ± 3) °C for (15 ± 1) min. After sterilization, the pH shall correspond to
5,6 ± 0,2 at 25 °C. Dispense aliquots of about 20 ml into Petri dishes.
Plates of DG18 agar in bags may be kept for up to 1 week at (15 ± 3) °C in the dark.
NOTE 1 Dependent on the concomitant flora, other antibiotics, e.g. streptomycin or ampicillin, can be useful, providing
they have been shown not to influence the test results.
NOTE 2 DG18 agar is suitable for the detection of a wide spectrum of xerophilic fungi (i.e. preferring dryness). Glycerol
reduces the water activity, a to 0,95. Chloramphenicol inhibits bacteria, especially gram-negative bacteria. Dichloran
a
inhibits the spreading of fast-growing mould colonies and thus prevents overgrowing of slow-growing colonies.
6.3 Malt-extract agar
The components are listed in Table 2.
Table 2 — Composition of malt-extract agar
Component Quantity
Malt-extract 30,0 g
Peptone from soy 3,0 g
Agar 15,0 g
Water 1 000 ml
NOTE 1 The addition of chloramphenicol (0,05 g/l) can be necessary if samples contain high concentrations of bacteria.
NOTE 2 Dependent on the concomitant flora, other antibiotics, e.g. streptomycin or ampicillin, can be useful providing
they have been shown not to influence the test results.
Add ingredients and agar to the water and dissolve by boiling. Sterilize in an autoclave at (115 ± 3) °C for
(10 ± 1) min. After sterilization, the pH shall correspond to 5,5 ± 0,2 at 25 °C. Dispense aliquots of about 20 ml
into Petri dishes.
Plates of malt-extract agar in bags will keep for up to 1 month at (5 ± 3) °C in the dark.
IMPORTANT — Many commercial malt-extract agars with different compositions are available. Check
that the ingredients correspond to the composition given in Table 2.
6.4 Potato dextrose agar
The components are listed in Table 3.
Table 3 — Composition of potato dextrose agar
Component Quantity
Potato extract 4,0 g
Glucose 20,0 g
Agar 15,0 g
Water 1 000 ml
NOTE 1 The addition of chloramphenicol (0,05 g/l) can be necessary if samples contain high concentrations of bacteria.
NOTE 2 Dependent on the concomitant flora, other antibiotics, e.g. streptomycin or ampicillin, can be useful, providing
they have been shown not to influence the test results.
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SIST ISO 16000-18:2013
ISO 16000-18:2011(E)
Add ingredients and agar to the water and dissolve by boiling. Sterilize in an autoclave at (115 ± 3) °C for
(10 ± 1) min. After sterilization, the pH shall correspond to 5,6 ± 0,2 at 25 °C. Dispense aliquots of about 20 ml
into Petri dishes.
Plates of potato dextrose agar in bags will keep for up to 1 month at (5 ± 3) °C in the dark.
7 Measurement procedure
7.1 Preparation for sampling
Prepare the required number of impactors and agar plates in accordance with the measurement task and the
measurement strategy. For routine measurements with a single stage impactor, different air volumes in
parallel (e.g. 2 × 50 l and 2 × 100 l) are recommended at each sampling point as well as one field blank for
each monitoring exercise. A minimum of four to five DG18 agar plates and four to five malt-extract or potato
dextrose agar plates are, therefore, needed for each sampling point.
Check the equipment for completeness and functionality with a check list.
Verify the calibration validity of the sampling device; otherwise conduct new calibration prior to the beginning
of the measurements (see Clause 9).
Use a sterile device containing the slit or sieve for each measurement point. Alternatively, disinfect the slit or
sieve with ethanol or isopropanol (70 % volume fraction) and air dry it afterwards (e.g. with compressed air).
Subsequently, draw air through the impactor without agar plates for several minutes at the new sampling point
prior to sampling with the agar plate in place.
Assemble the sampling train according to Figure 1.
7.2 Sampling
Perform function control at regular intervals. Function control implies primarily the volumetric flow control (see
Clause 9).
Sampling is usually conducted 0,75 m to 1,5 m above ground. For special investigations, other heights can be
applicable. Take care when sampling at low heights that no settled house dust is sucked into the sampling
device. The orientation of the inlet of the impactor in indoor environments without air currents is of minor
importance. A hanging sampling head is only necessary in case of strong air movements (e.g. comparative
measurements outdoors).
Place the agar plates in the impactors with the lid removed. Take care to avoid contamination of the agar
plates or the sampling device.
Start the sampling device in accordance with the manufacturer's operating instructions.
After sampling, remove the agar plates from the sampling apparatus, close the lid and pack them in plastic
bags in order to avoid any secondary contamination.
Complete a sampling protocol (see Clause 11 and Annex B).
Multiple measurements using different sampling volumes are recommended. This is especially important when
the level of the anticipated concentration of moulds is not known. Use a new agar plate for each sampling.
Take a minimum of one field blank for each agar medium at each monitoring exercise. Take the blank
preferably in the middle of the measurement series in an identical manner as the real sample, but without
drawing air through the sampling apparatus. For this purpose place an agar plate with the lid open in the
impactor with the pump switched-off, then remove, close, pack, and analytically process the plate. Avoid a
prolonged exposure of the opened agar plate to ambient air. The resulting blank represents the number of cfu
entering the sample simply by handling the agar plates during sampling.
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SIST ISO 16000-18:2013
ISO 16000-18:2011(E)
Dimensions in metres
Key
1 impactor and stand
2 gas volume meter (e.g. orifice plate, thermal mass flow rate meter)
3 electronic circuit for conversion into operating cubic metres
4 display for sampling air volume in operating cubic metres
5 vacuum pump
6 timer
7 filter for abraded material (if a rotary vane vacuum pump is used)
8 protective housing (if necessary under adverse environmental conditions)
T air temperature
A
p atmospheric pressure
A
T temperature of the sample gas
G
p pressure of the sample gas
G
V sample gas volume
B
Figure 1 — Schematic diagram of the sampling train
7.3 Sampling period and sampling volume
The sampling period and sampling volume are determined by the measurement task and the expected mould
concentration. Usual sampling times are 1 min to 10 min. Sampling volumes below 50 l are not recommended
because of the error in determining the sampled air volume due to the dead volume of the sampling device
(see Annex C).
7.4 Transport and storage
Protect agar plates from disturbing impacts (sunshine, humidity or desiccation, heat and dust, etc.) and
transport them to the laboratory immediately after sampling with the sampling surface up in closed containers
(see 5.3.2). Transport temperature shall not exceed the incubation temperature of (25 ± 3) °C. Cool samples
during transport, if necessary. Take care not to freeze them and avoid very low temperatures because of
condensation problems. Document conditions during transport (temperature, humidity, duration). Process
samples preferably within 24 h, but not later than 48 h after the end of the sampling period.
© ISO 2011 – All rights reserved 7
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SIST ISO 16000-18:2013
ISO 16000-18:2011(E)
8 Sampling efficiency and method limitations
The limitations of the method are determined by the physical and biological sampling efficien
...
NORME ISO
INTERNATIONALE 16000-18
Première édition
2011-07-01
Air intérieur —
Partie 18:
Détection et dénombrement des
moisissures — Échantillonnage par
impaction
Indoor air —
Part 18: Detection and enumeration of moulds — Sampling by
impaction
Numéro de référence
ISO 16000-18:2011(F)
©
ISO 2011
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ISO 16000-18:2011(F)
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ISO 16000-18:2011(F)
Sommaire Page
Avant-propos .iv
Introduction.vi
1 Domaine d'application .1
2 Références normatives.1
3 Termes et définitions .1
4 Principe.3
5 Appareillage et matériaux.3
5.1 Dispositif d'échantillonnage.3
5.2 Équipement de préparation des boîtes de gélose .4
5.3 Équipement d'échantillonnage .4
6 Milieux de culture et réactifs .4
6.1 Généralités .4
6.2 Gélose dichloran-glycérol 18 % (DG18) .4
6.3 Gélose à l'extrait de malt .5
6.4 Gélose dextrosée à la pomme de terre .5
7 Mode opératoire de mesurage .6
7.1 Préparation en vue de l'échantillonnage.6
7.2 Échantillonnage.7
7.3 Période d'échantillonnage et volume d'échantillonnage .8
7.4 Transport et stockage.8
8 Efficacité d'échantillonnage et limites de la méthode.8
9 Étalonnage du débit, vérification du fonctionnement et entretien du système
d'échantillonnage .9
9.1 Étalonnage du débit .9
9.2 Vérification du fonctionnement et entretien du système d'échantillonnage .9
10 Assurance qualité.9
11 Protocole d'échantillonnage .9
12 Caractéristiques de performance .10
Annexe A (informative) Description technique d'un impacteur à crible à un étage approprié.11
Annexe B (informative) Protocole d'échantillonnage.12
Annexe C (informative) Essais interlaboratoires en vue de valider la méthode .13
Bibliographie.21
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ISO 16000-18:2011(F)
Avant-propos
L'ISO (Organisation internationale de normalisation) est une fédération mondiale d'organismes nationaux de
normalisation (comités membres de l'ISO). L'élaboration des Normes internationales est en général confiée
aux comités techniques de l'ISO. Chaque comité membre intéressé par une étude a le droit de faire partie du
comité technique créé à cet effet. Les organisations internationales, gouvernementales et non
gouvernementales, en liaison avec l'ISO participent également aux travaux. L'ISO collabore étroitement avec
la Commission électrotechnique internationale (CEI) en ce qui concerne la normalisation électrotechnique.
Les Normes internationales sont rédigées conformément aux règles données dans les Directives ISO/CEI,
Partie 2.
La tâche principale des comités techniques est d'élaborer les Normes internationales. Les projets de Normes
internationales adoptés par les comités techniques sont soumis aux comités membres pour vote. Leur
publication comme Normes internationales requiert l'approbation de 75 % au moins des comités membres
votants.
L'attention est appelée sur le fait que certains des éléments du présent document peuvent faire l'objet de
droits de propriété intellectuelle ou de droits analogues. L'ISO ne saurait être tenue pour responsable de ne
pas avoir identifié de tels droits de propriété et averti de leur existence.
L'ISO 16000-18 a été élaborée par le comité technique ISO/TC 146, Qualité de l'air, sous-comité SC 6, Air
intérieur.
L'ISO 16000 comprend les parties suivantes, présentées sous le titre général Air intérieur:
⎯ Partie 1: Aspects généraux de la stratégie d'échantillonnage
⎯ Partie 2: Stratégie d'échantillonnage du formaldéhyde
⎯ Partie 3: Dosage du formaldéhyde et d'autres composés carbonylés dans l'air intérieur et dans l'air des
chambres d'essai — Méthode par échantillonnage actif
⎯ Partie 4: Dosage du formaldéhyde — Méthode par échantillonnage diffusif
⎯ Partie 5: Stratégie d'échantillonnage pour les composés organiques volatils (COV)
⎯ Partie 6: Dosage des composés organiques volatils dans l'air intérieur des locaux et chambres d'essai
®
par échantillonnage actif sur le sorbant Tenax TA , désorption thermique et chromatographie en phase
gazeuse utilisant MS ou MS-FID
⎯ Partie 7: Stratégie d'échantillonnage pour la détermination des concentrations en fibres d'amiante en
suspension dans l'air
⎯ Partie 8: Détermination des âges moyens locaux de l'air dans des bâtiments pour caractériser les
conditions de ventilation
⎯ Partie 9: Dosage de l'émission de composés organiques volatils de produits de construction et d'objets
d'équipement — Méthode de la chambre d'essai d'émission
⎯ Partie 10: Dosage de l'émission de composés organiques volatils de produits de construction et d'objets
d'équipement — Méthode de la cellule d'essai d'émission
⎯ Partie 11: Dosage de l'émission de composés organiques volatils de produits de construction et d'objets
d'équipement — Échantillonnage, conservation des échantillons et préparation d'échantillons pour essai
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ISO 16000-18:2011(F)
⎯ Partie 12: Stratégie d'échantillonnage des polychlorobiphényles (PCB), des polychlorodibenzo-p-dioxines
(PCDD), des polychlorodibenzofuranes (PCDF) et des hydrocarbures aromatiques polycycliques (HAP)
⎯ Partie 13: Dosage des polychlorobiphényles (PCB) de type dioxine et des polychlorodibenzo-p-dioxines
(PCDD)/polychlorodibenzofuranes (PCDF) totaux (en phase gazeuse et en phase particulaire) —
Collecte sur des filtres adsorbants
⎯ Partie 14: Dosage des polychlorobiphényles (PCB) de type dioxine et des polychlorodibenzo-p-dioxines
(PCDD)/polychlorodibenzofuranes (PCDF) totaux (en phase gazeuse et en phase particulaire) —
Extraction, purification et analyse par chromatographie en phase gazeuse haute résolution et
spectrométrie de masse
⎯ Partie 15: Stratégie d'échantillonnage du dioxyde d'azote (NO )
2
⎯ Partie 16: Détection et dénombrement des moisissures — Échantillonnage par filtration
⎯ Partie 17: Détection et dénombrement des moisissures — Méthode par culture
⎯ Partie 18: Détection et dénombrement des moisissures — Échantillonnage par impaction
⎯ Partie 19: Stratégie d'échantillonnage des moisissures
⎯ Partie 23: Essai de performance pour l'évaluation de la réduction des concentrations en formaldéhyde
par des matériaux de construction sorptifs
⎯ Partie 24: Essai de performance pour l'évaluation de la réduction des concentrations en composés
organiques volatils (sauf formaldéhyde) par des matériaux de construction sorptifs
⎯ Partie 25: Dosage de l'émission de composés organiques semi-volatils des produits de construction —
Méthode de la micro-chambre
⎯ Partie 26: Stratégie d'échantillonnage du dioxyde de carbone (CO )
2
⎯ Partie 28: Détermination des émissions d'odeurs des produits de construction au moyen de chambres
d'essai
Les parties suivantes sont en cours d'élaboration:
⎯ Partie 21: Détection et dénombrement des moisissures — Échantillonnage à partir de matériaux
⎯ Partie 27: Détermination de la poussière fibreuse déposée sur les surfaces par microscopie électronique
à balayage (MEB) (méthode directe)
⎯ Partie 29: Méthodes d'essai pour détecteurs de composés organiques volatils (COV)
⎯ Partie 30: Essai sensoriel de l'air intérieur
⎯ Partie 31: Mesurage des ignifugeants basés sur des composés organophosphorés — Ester d'acide
phosphorique
⎯ Partie 32: Investigation de polluants et autres facteurs nocifs dans les constructions — Inspections
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ISO 16000-18:2011(F)
Introduction
Le terme «moisissure» est le nom commun des champignons filamenteux appartenant à différents groupes
taxonomiques (Ascomycètes, Zygomycètes et leurs états anamorphiques antérieurement connus sous la
dénomination de deutéromycètes ou champignons imparfaits). Ils forment un mycélium et des spores qui les
rendent visibles à l'œil nu. La plupart des spores mesurent de 2 µm à 10 µm, certaines atteignant 30 µm et,
dans de rares cas, certaines peuvent mesurer jusqu'à 100 µm. Les spores de certains genres de moisissure
sont de petite taille et se mettent facilement en suspension dans l'air (par exemple Aspergillus, Penicillium),
tandis que d'autres sont plus grandes ou intégrées à une matrice visqueuse (par exemple Stachybotrys,
Fusarium), ce qui les rend moins mobiles.
Les spores de moisissures sont largement distribuées dans l'environnement extérieur et se retrouvent ainsi en
concentration variable dans les environnements intérieurs. Il convient toutefois de considérer la croissance
des moisissures dans les environnements intérieurs comme un problème d'hygiène, étant donné que des
études épidémiologiques ont montré que l'humidité ou la croissance des moisissures dans les logements sont
étroitement liées à des problèmes de santé affectant les occupants.
L'harmonisation des méthodes d'échantillonnage, de détection et de dénombrement des moisissures, y
compris des normes relatives à des stratégies d'échantillonnage, est importante pour l'évaluation comparative
des problèmes liés aux moisissures à l'intérieur des bâtiments. Avant de procéder à tout mesurage, il est
nécessaire d'élaborer une stratégie d'échantillonnage.
La présente partie de l'ISO 16000 spécifie une méthode d'échantillonnage actif de courte durée (1 min à
10 min), tandis qu'un échantillonnage actif de longue durée (0,5 h à plusieurs heures) est spécifié dans
l'ISO 16000-16.
[11]
La présente partie de l'ISO 16000 repose sur des parties du VDI 4300 Partie 10:2008 .
[8][9] [3]–[7]
L'ISO 16017 et l'ISO 12219 portent également sur les mesurages relatifs aux composés organiques
volatils (COV).
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NORME INTERNATIONALE ISO 16000-18:2011(F)
Air intérieur —
Partie 18:
Détection et dénombrement des moisissures —
Échantillonnage par impaction
AVERTISSEMENT — L'utilisation de la présente partie de l'ISO 16000 peut impliquer l'emploi de
produits et la mise en œuvre de modes opératoires et d'appareillages à caractère dangereux. La
présente partie de l'ISO 16000 n'a pas pour but d'aborder tous les problèmes de sécurité liés à son
utilisation. Il incombe à l'utilisateur de la présente partie de l'ISO 16000 d'établir, avant de l'utiliser, des
pratiques d'hygiène et de sécurité appropriées et de déterminer l'applicabilité des restrictions
réglementaires.
1 Domaine d'application
La présente partie de l'ISO 16000 spécifie les exigences d'échantillonnage de courte durée (1 min à 10 min)
des moisissures dans l'air intérieur par impaction sur milieu gélosé solide. En suivant les instructions données,
un échantillon est prélevé pour détection ultérieure des moisissures par culture, conformément à
l'ISO 16000-17.
2 Références normatives
Les documents de référence suivants sont indispensables pour l'application du présent document. Pour les
références datées, seule l'édition citée s'applique. Pour les références non datées, la dernière édition du
document de référence s'applique (y compris les éventuels amendements).
ISO 16000-16, Air intérieur — Partie 16: Détection et dénombrement des moisissures — Échantillonnage par
filtration
ISO 16000-17, Air intérieur — Partie 17: Détection et dénombrement des moisissures — Méthode par culture
3 Termes et définitions
Pour les besoins du présent document, les termes et définitions suivants s'appliquent.
3.1
diamètre aérodynamique
3
diamètre d'une sphère de masse volumique 1 g/cm possédant, dans un air calme, la même vitesse terminale
de chute due à la pesanteur que celle de la particule dans les mêmes conditions de température, de pression
et d'humidité relative
[2]
NOTE Adapté de l'ISO 7708:1995 , 2.2.
3.2
efficacité de conservation biologique
capacité de l'échantillonneur à conserver la viabilité des micro-organismes en suspension dans l'air pendant
la collecte et à conserver les produits microbiens intacts
[10]
[EN 13098:2000 ]
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ISO 16000-18:2011(F)
3.3
unité formant colonie
ufc
unité dans laquelle est exprimé le nombre de micro-organismes cultivables
[10]
[EN 13098:2000 ]
NOTE 1 Une colonie peut provenir d'un micro-organisme, d'agrégats de plusieurs micro-organismes, ainsi que d'un ou
plusieurs micro-organismes liés à une particule.
NOTE 2 Le nombre de colonies peut dépendre des conditions de culture.
3.4
diamètre de coupure
taille des particules (diamètre aérodynamique) pour laquelle l'efficacité d'échantillonnage est de 50 %
3.5
culture
〈qualité de l'air〉 croissance de micro-organismes sur des milieux de culture
[ISO 16000-16:2008, 3.6]
3.6
champignon filamenteux
champignon poussant sous la forme de filaments de cellules appelés hyphes
NOTE 1 Les hyphes agrégés en faisceaux sont appelés mycélia.
NOTE 2 Le terme «champignons filamenteux» distingue les champignons à hyphes des levures.
[ISO 16000-16:2008, 3.3]
3.7
impaction
échantillonnage de particules en suspension dans l'air par séparation inertielle sur une surface solide
NOTE Pour les besoins de la présente partie de l'ISO 16000, la surface solide est constituée de gélose (voir
[1]
également l'ISO 4225:1994 , 3.18, 3.49 qui définissent les dispositifs utilisant l'impaction).
3.8
micro-organisme
entité microbienne, cellulaire ou acellulaire, capable de se reproduire ou de transférer du matériel génétique,
ou entité ayant perdu ces propriétés
[10]
[EN 13098:2000 ]
3.9
moisissure
〈qualité de l'air〉 champignon filamenteux appartenant à différents groupes taxonomiques, à savoir
Ascomycètes, Zygomycètes et leurs états anamorphiques antérieurement connus sous la dénomination de
deutéromycètes ou champignons imparfaits
NOTE Les moisissures forment différents types de spores selon le groupe taxonomique auquel elles appartiennent, à
savoir des conidiospores (conidies), des sporangiospores ou des ascospores.
[ISO 16000-16:2008, 3.9]
3.10
efficacité physique d'échantillonnage
capacité de l'échantillonneur à recueillir des particules de tailles spécifiques en suspension dans l'air
[10]
[EN 13098:2000 ]
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ISO 16000-18:2011(F)
3.11
efficacité totale d'échantillonnage
produit de l'efficacité physique d'échantillonnage et de l'efficacité de conservation biologique
[10]
[EN 13098:2000 ]
4 Principe
Une quantité d'air définie est aspirée à travers un impacteur contenant une ou plusieurs boîtes remplies de
milieu gélosé (DG18 et gélose à l'extrait de malt ou gélose dextrosée à la pomme de terre). Les particules
dans le courant d'air s'impactent sur la surface de la gélose en raison de leur inertie lorsque la direction de
l'écoulement d'air est détournée pour contourner la surface solide.
Les moisissures en suspension dans l'air sont ainsi directement recueillies sur les boîtes contenant la gélose.
Le dispositif d'échantillonnage est conçu pour détecter des particules de la taille des spores de moisissure
(>1 µm à environ 30 µm). Pour cela, il convient que le diamètre de coupure du dispositif d'échantillonnage soit
de préférence de 1 µm ou moins; il ne doit pas dépasser 2 µm.
NOTE Deux principaux types d'impacteurs sont couramment utilisés et disponibles dans le commerce: a) les
échantillonneurs à fente; b) les échantillonneurs à crible. Dans les échantillonneurs à fente, l'air est aspiré à travers une
fente étroite et les particules sont impactées sur une boîte de gélose en rotation. Dans les échantillonneurs à crible, l'air
est aspiré à travers une plaque perforée (tamis) pourvue de trous d'un diamètre défini et les particules sont impactées sur
une boîte de gélose fixée en-dessous. Les échantillonneurs à crible peuvent être utilisés en empilant différents tamis, ce
qui engendre des vitesses d'écoulement différentes permettant de collecter différentes fractions granulométriques de
particules (c'est-à-dire l'impacteur Andersen à six étages). Des données de validation sont uniquement fournies pour les
impacteurs à crible à un étage (principalement pourvus de ≥300 trous) utilisant des boîtes de gélose d'un diamètre de
9 cm.
Après échantillonnage, les spores de moisissure sont cultivées et les colonies résultantes sont dénombrées
conformément au mode opératoire spécifié dans l'ISO 16000-17.
5 Appareillage et matériaux
5.1 Dispositif d'échantillonnage
Un exemple détaillé d'un impacteur à crible à un étage est donné à l'Annexe A. Les impacteurs à plusieurs
étages sont uniquement utilisés à des fins spéciales lorsqu'un fractionnement par taille des particules est
requis.
5.1.1 Support, pour placer l'impacteur à la hauteur d'échantillonnage souhaitée.
5.1.2 Impacteur, à fente ou à crible.
5.1.3 Boîtes de gélose, de diamètre 9 cm, contenant de la gélose DG18 et de la gélose à l'extrait de malt
ou de la gélose dextrosée à la pomme de terre (voir Article 6).
5.1.4 Pompe à vide, pour assurer un débit constant tout au long de l'opération.
5.1.5 Compteur à gaz, pour déterminer le volume de gaz aspiré au niveau de la tête d'échantillonnage, en
mètres cubes effectifs.
5.1.6 Minuterie, pour prérégler l'heure et la durée d'échantillonnage.
5.1.7 Boîtier de protection (facultatif, utile en particulier pour un usage en extérieur), pour protéger
l'impacteur des conditions environnementales défavorables.
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5.2 Équipement de préparation des boîtes de gélose
Utiliser l'équipement habituel de laboratoire microbiologique et, en particulier, ce qui suit.
5.2.1 pH-mètre, d'une précision de ±0,1.
5.2.2 Boîtes de Petri, ventilées, stériles, de diamètre environ 9 cm.
5.2.3 Autoclave, pouvant fonctionner à (121 ± 3) °C et à (115 ± 3) °C.
5.3 Équipement d'échantillonnage
5.3.1 Sachets en plastique, pour protéger les boîtes de gélose pendant le transport
5.3.2 Récipient isotherme et réfrigéré, pour transporter les boîtes de gélose à une température inférieure
à 25 °C.
5.3.3 Désinfectant, par exemple isopropanol ou éthanol (70 %, fraction volumique).
5.3.4 Air comprimé (sans huile, facultatif), pour sécher l'équipement après désinfection.
6 Milieux de culture et réactifs
6.1 Généralités
Tous les réactifs et produits chimiques doivent être au moins de qualité «microbiologique» reconnue. L'eau
utilisée doit être distillée ou de qualité équivalente.
L'utilisation de substrats déshydratés disponibles dans le commerce est encouragée, à condition qu'ils soient
conformes aux descriptions fournies. Ils doivent être préparés conformément aux instructions du fabricant.
6.2 Gélose dichloran-glycérol 18 % (DG18)
Les composants sont indiqués dans le Tableau 1.
Tableau 1 — Composition de la gélose dichloran-glycérol 18 % (fraction massique) (gélose DG18)
Composant Quantité
a
Peptone 5,0 g
Glucose 10,0 g
Dihydrogénophosphate de potassium (KH PO) 1,0 g
2 4
Sulfate de magnésium heptahydraté (MgSO , 7HO) 0,5 g
4 2
Dichloran (2,6-dichloro-4-nitroaniline) 0,2 % (fraction massique) dans l'éthanol (100 %) 1,0 ml
Chloramphénicol 0,1 g
b
Glycérol 220 g
Gélose 15,0 g
Eau 1 000 ml
a
Différentes peptones sont utilisées par divers fabricants (par exemple peptone de caséine, peptone mycologique). Généralement,
cela n'influence pas les résultats quantitatifs des mesurages mais peut influencer l'aspect des colonies. Par conséquent, des contrôles
positifs pour la comparaison de la reconnaissance et de l'aspect morphologique des colonies sont importants.
b
18 % (fraction massique) d'environ 1 220 g correspondent à une masse finale d'environ 220 g.
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Ajouter les ingrédients mineurs et la gélose dans environ 800 ml d'eau et dissoudre par ébullition. Compléter
à 1 000 ml et ajouter 220 g de glycérol. Stériliser dans un autoclave à (121 ± 3) °C pendant (15 ± 1) min.
Après stérilisation, le pH doit correspondre à 5,6 ± 0,2 à 25 °C. Verser des aliquotes d'environ 20 ml dans les
boîtes de Petri.
Les boîtes de gélose DG18 en sachets peuvent être conservées pendant une période d'une semaine à
(15 ± 3) °C dans l'obscurité.
NOTE 1 Selon la flore concomitante, d'autres antibiotiques tels que la streptomycine ou l'ampicilline peuvent être
utilisés à condition qu'ils n'influencent pas les résultats d'essai.
NOTE 2 La gélose DG18 est appropriée pour la détection d'un large spectre de moisissures xérophiles (c'est-à-dire
préférant les milieux secs). Le glycérol réduit l'activité de l'eau, a à 0,95. Le chloramphénicol inhibe les bactéries, en
a
particulier les bactéries Gram-négatif. Le dichloran inhibe le développement des colonies de moisissure à croissance
rapide et permet ainsi la prolifération des colonies à croissance lente.
6.3 Gélose à l'extrait de malt
Les composants sont indiqués dans le Tableau 2.
Tableau 2 — Composition de la gélose à l'extrait de malt
Composant Quantité
Extrait de malt 30,0 g
Peptone de soja 3,0 g
Gélose 15,0 g
Eau 1 000 ml
NOTE 1 Il peut être nécessaire d'ajouter du chloramphénicol (0,05 g/l) si les échantillons contiennent de fortes
concentrations de bactéries.
NOTE 2 Selon la flore concomitante, d'autres antibiotiques tels que la streptomycine ou l'ampicilline peuvent être
utilisés à condition qu'ils n'influencent pas les résultats d'essai.
Ajouter les ingrédients et la gélose dans l'eau et dissoudre par ébullition. Stériliser dans un autoclave à
(115 ± 3) °C pendant (10 ± 1) min. Après stérilisation, le pH doit correspondre à 5,5 ± 0,2 à 25 °C. Verser des
aliquotes d'environ 20 ml dans les boîtes de Petri.
Les boîtes de gélose à l'extrait de malt en sachets peuvent être conservées pendant une période d'un mois à
(5 ± 3) °C dans l'obscurité.
IMPORTANT — Plusieurs géloses à l'extrait de malt de compositions différentes sont disponibles
dans le commerce. Vérifier que les ingrédients correspondent à la composition fournie dans le
Tableau 2.
6.4 Gélose dextrosée à la pomme de terre
Les composants sont indiqués dans le Tableau 3.
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ISO 16000-18:2011(F)
Tableau 3 — Composition de la gélose dextrosée à la pomme de terre
Composant Quantité
Extrait de pomme de terre 4,0 g
Glucose 20,0 g
Gélose 15,0 g
Eau 1 000 ml
NOTE 1 Il peut être nécessaire d'ajouter du chloramphénicol (0,05 g/l) si les échantillons contiennent de fortes
concentrations de bactéries.
NOTE 2 Selon la flore concomitante, d'autres antibiotiques tels que la streptomycine ou l'ampicilline peuvent être
utilisés à condition qu'ils n'influencent pas les résultats d'essai.
Ajouter les ingrédients et la gélose dans l'eau et dissoudre par ébullition. Stériliser dans un autoclave à
(115 ± 3) °C pendant (10 ± 1) min. Après stérilisation, le pH doit correspondre à 5,6 ± 0,2 à 25 °C. Verser des
aliquotes d'environ 20 ml dans les boîtes de Petri.
Les boîtes de gélose dextrosée à la pomme de terre en sachets peuvent être conservées pendant une
période d'un mois à (5 ± 3) °C dans l'obscurité.
7 Mode opératoire de mesurage
7.1 Préparation en vue de l'échantillonnage
Préparer le nombre d'impacteurs et de boîtes de gélose requis conformément à la campagne de mesurage et
à la stratégie de mesurage. Pour les mesurages de routine avec un impacteur à un étage, des volumes d'air
différents en parallèle (par exemple 2 × 50 l et 2 × 100 l) sont recommandés à chaque point d'échantillonnage
ainsi qu'un blanc de terrain pour chaque exercice de suivi. Par conséquent, un minimum de quatre à cinq
boîtes de gélose DG18 et de quatre à cinq boîtes de gélose à l'extrait de malt ou dextrosée à la pomme de
terre est nécessaire pour chaque point d'échantillonnage.
Vérifier que l'équipement est complet et en état de marche à l'aide d'une liste de contrôle.
Vérifier la validité d'étalonnage du dispositif d'échantillonnage ou effectuer un nouvel étalonnage avant de
procéder aux mesurages (voir Article 9).
Utiliser un dispositif stérile contenant la tête de prélèvement (fente ou crible) pour chaque point de mesurage.
En variante, désinfecter la tête de prélèvement avec de l'éthanol ou de l'isopropanol (70 %, fraction
volumique) puis la sécher à l'air (par exemple avec de l'air comprimé). Ensuite, aspirer l'air à travers
l'impacteur sans les boîtes de gélose pendant plusieurs minutes au niveau du nouveau point
d'échantillonnage avant d'échantillonner avec la boîte de gélose en place.
Assembler le dispositif d'échantillonnage conformément à la Figure 1.
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ISO 16000-18:2011(F)
Dimensions en mètres
Légende
1 impacteur et support
2 compteur à gaz (par exemple débitmètre massique thermique à diaphragme)
3 circuit électronique pour la conversion en mètres cubes effectifs
4 écran d'affichage du volume d'air prélevé en mètres cubes effectifs
5 pompe à vide
6 minuterie
7 filtre pour le produit d'abrasion (si une pompe à vide à palettes rotatives est utilisée)
8 boîtier de protection (si nécessaire, en cas de conditions environnementales défavorables)
T température de l'air
A
p pression atmosphérique
A
T température du gaz prélevé
G
p pression du gaz prélevé
G
V volume de gaz prélevé
B
Figure 1 — Schéma de principe du dispositif d'échantillonnage
7.2 Échantillonnage
Procéder à intervalles réguliers à une vérification du fonctionnement. La vérification du fonctionnement
comprend principalement le contrôle du débit volumétrique (voir Article 9).
L'échantillonnage est généralement réalisé à une hauteur de 0,75 m à 1,5 m du sol. Dans certains cas,
d'autres hauteurs peuvent s'appliquer. En cas d'échantillonnage à faible hauteur, veiller à ne pas aspirer de
poussière domestique sédimentée
...
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