ISO 17805:2026

• Abstract:

  This document specifies procedures for sampling, capture and preservation of environmental DNA (eDNA) in aquatic environments, originating from organisms that are present or have recently been present in a water body, or whose DNA has been introduced to the water body through some mechanism. This document also specifies procedures for avoiding sample contamination and ensuring the integrity of environmental DNA during water filtration and sample preservation. It also specifies the required equipment and metadata reporting. This document excludes: methods for the collection of eDNA from biofilms, sediments or similar sample types; passive sampling methods; sampling designs.

• Status: Published
• Publication Date: 02-Jul-2026
• ICS: 13.060.70 - Examination of biological properties of water
• Technical Committee: ISO/TC 147/SC 5 - Biological methods
• Drafting Committee: ISO/TC 147/SC 5 - Biological methods
• Current Stage: 6060 - International Standard published
• Start Date: 03-Jul-2026
• Due Date: 10-Oct-2026
• Completion Date: 03-Jul-2026

• Consolidates: FprEN ISO 17805 - Water quality - Sampling, capture and preservation of environmental DNA from water (ISO/FDIS 17805:2026)
• Effective Date: 12-Feb-2026

Overview

ISO 17805: Water quality - Sampling, capture and preservation of environmental DNA from water is an international standard developed by ISO/TC 147/SC 5 (Biological methods) to provide comprehensive procedures for the collection and preservation of environmental DNA (eDNA) from aquatic environments. Environmental DNA analysis is a rapidly growing field in water quality assessment and environmental monitoring, enabling effective detection of organisms present in water without physically capturing them. This standard is designed to ensure that eDNA sampling and preservation is performed in a scientifically robust and contamination-free manner, supporting downstream biodiversity and water quality assessments.

Key Topics

• eDNA Sampling Procedures: Guidance on representative water sampling strategies, including methods for selecting sampling locations, depths, and volumes to maximize detection probability for target organisms.
• Contamination Avoidance: Detailed processes for preventing sample and cross-contamination at all stages, including use of field blanks, decontamination of equipment, and proper handling techniques.
• Equipment and Filtration Types: Recommendations on selecting and preparing sampling vessels, filters (open, housed, enclosed), pumps, and single-use or reusable gear.
• Sample Preservation: Instructions on the immediate preservation of eDNA, addressing preservation methods such as ethanol, Longmire’s solution, and freezing or drying according to filter type and manufacturer guidelines.
• Reporting Requirements: Outlines essential metadata documentation such as sample identification, geolocation, date/time stamps, environmental context, and habitat details, in line with FAIR data principles.
• Quality Control: Procedures for incorporating internal positive controls (IPC) and field blanks to monitor DNA degradation and ensure reliable results.
• Health and Safety: Emphasis on adhering to appropriate protocols and safety measures during sampling to safeguard personnel and protect sample integrity.

Applications

ISO 17805 is highly valuable for a range of stakeholders involved in water quality management and environmental monitoring:

• Water Resource Managers and Agencies: For ecosystem health assessment, compliance checks, and biodiversity monitoring under legislation such as the EU Water Framework Directive.
• Environmental Consultants and Laboratories: Standardized protocols help ensure the accuracy and comparability of eDNA analyses across projects and regions.
• Research Institutions: Supports scientific studies on aquatic biodiversity, species inventories, and ecological impact assessments.
• Conservation Practitioners: Effective for monitoring endangered species, invasive species detection, and temporal-spatial biodiversity shifts without disruptive sampling of organisms.
• Regulatory Compliance: Provides a recognized framework to ensure that sampling and reporting align with best practices and international standards.

Related Standards

ISO 17805 aligns and interfaces with several existing and emerging standards for water quality and biological assessment, including:

• EN 14011, EN 14757, EN 15460: European standards for organism monitoring in aquatic environments.
• CEN/TR 17245: Technical guidance for routine sampling of benthic diatoms for DNA-based metabarcoding.
• MIxS (Minimum Information about any (x) Sequence) and Darwin Core (DwC): Data standards referenced for metadata documentation and FAIR reporting.
• ISO 8601-1: Format required for specifying dates and times in sampling records.

Additional related information can be accessed through ISO terminology platforms and the ENVO (Environmental Ontology) for habitat and environmental system classification.

---

Adopting ISO 17805 ensures high-quality, reproducible, and contamination-free collection and preservation of eDNA from water, supporting accurate aquatic biodiversity evaluations and facilitating international harmonization in water quality assessments.

International
Standard
ISO 17805
First edition
Water quality — Sampling, capture
2026-07
and preservation of environmental
DNA from water
Qualité de l'eau — Échantillonnage, collecte et conservation de
l’ADN environnemental prélevé dans l’eau
Reference number
© ISO 2026
All rights reserved. Unless otherwise specified, or required in the context of its implementation, no part of this publication may
be reproduced or utilized otherwise in any form or by any means, electronic or mechanical, including photocopying, or posting on
the internet or an intranet, without prior written permission. Permission can be requested from either ISO at the address below
or ISO’s member body in the country of the requester.
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CH-1214 Vernier, Geneva
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Email: [e-mail]
Website: www.iso.org
Published in Switzerland
ii
Contents Page
Foreword .iv
Introduction .v
1 Scope . 1
2 Normative references . 1
3 Terms and definitions . 1
4 Principle . 3
5 Procedure . 4
5.1 General .4
5.2 Considerations prior to fieldwork .5
5.3 Equipment preparation prior to fieldwork .5
5.4 Sampling the eDNA from water .5
5.5 Preserving the sample .6
5.5.1 General .6
5.5.2 Preserving eDNA in enclosed filters .6
5.5.3 Preserving eDNA in open filters .6
5.5.4 Preserving eDNA in housed filters .7
6 Equipment and its use . 7
7 Preservative solutions . 8
7.1 General .8
7.2 Examples of preservative solutions that can be made in-house .9
8 Sampling report . 9
8.1 General .9
8.2 Required parameters .9
8.3 Highly recommended parameters .10
8.4 Recommended parameters .10
9 Avoiding sample contamination . .11
9.1 General .11
9.2 Contamination that originates from equipment and people during sample collection
and processing .11
9.3 Decontamination procedure for sampling equipment . 12
9.3.1 General . 12
9.3.2 Materials and equipment that are in direct contact with the water sample . 12
9.3.3 Materials and equipment that are not in direct contact with the water sample . 12
Annex A (informative) Filter types .13
Annex B (informative) Metadata .15
Bibliography . 17

iii
Foreword
ISO (the International Organization for Standardization) is a worldwide federation of national standards
bodies (ISO member bodies). The work of preparing International Standards is normally carried out through
ISO technical committees. Each member body interested in a subject for which a technical committee
has been established has the right to be represented on that committee. International organizations,
governmental and non-governmental, in liaison with ISO, also take part in the work. ISO collaborates closely
with the International Electrotechnical Commission (IEC) on all matters of electrotechnical standardization.
The procedures used to develop this document and those intended for its further maintenance are described
in the ISO/IEC Directives, Part 1. In particular, the different approval criteria needed for the different types
of ISO document should be noted. This document was drafted in accordance with the editorial rules of the
ISO/IEC Directives, Part 2 (see www.iso.org/directives).
ISO draws attention to the possibility that the implementation of this document may involve the use of (a)
patent(s). ISO takes no position concerning the evidence, validity or applicability of any claimed patent
rights in respect thereof. As of the date of publication of this document, ISO had not received notice of (a)
patent(s) which may be required to implement this document. However, implementers are cautioned that
this may not represent the latest information, which may be obtained from the patent database available at
www.iso.org/patents. ISO shall not be held responsible for identifying any or all such patent rights.
Any trade name used in this document is information given for the convenience of users and does not
constitute an endorsement.
For an explanation of the voluntary nature of standards, the meaning of ISO specific terms and expressions
related to conformity assessment, as well as information about ISO's adherence to the World Trade
Organization (WTO) principles in the Technical Barriers to Trade (TBT), see www.iso.org/iso/foreword.html.
This document was prepared by Technical Committee ISO/TC 147, Water quality, Subcommittee SC 5,
Biological methods, in collaboration with the European Committee for Standardization (CEN) Technical
Committee CEN/TC 230, Water analysis, in accordance with the Agreement on technical cooperation between
ISO and CEN (Vienna Agreement).
Any feedback or questions on this document should be directed to the user’s national standards body. A
complete listing of these bodies can be found at www.iso.org/members.html.

iv
Introduction
The monitoring of organisms is key to the assessment of the status of aquatic ecosystems and is required by
national and international legislation such as the European Union Water Framework Directive (2000/60/
EC). A wide range of methods exist that describe how to monitor organisms in aquatic environments (e.g.
[2] [3] [4]
EN 14011 , EN 14757 , EN 15460 ). These approaches, however, necessitate either the capture or
collection, or both, of the organisms of interest, which can be a laborious and time-consuming process.
The possibility either to detect the presence of organisms or quantify relative abundance (e.g. see
Reference [7]), or both, in aquatic environments via the analysis of environmental DNA (eDNA) provides a
novel means to monitor biodiversity across a wide range of taxonomic groups, including microorganisms,
[8][9][10]
plants and animals . This approach allows examination of organismic diversity without the need to
directly isolate and capture organisms and it is expected to play a key role for future biomonitoring aiming
[11]
at species inventories with high temporal and spatial resolution . Albeit the power of the eDNA approach
[12]
has been repeatedly reported , there is a great need for standardizing the application of eDNA-based
[13][14]
assessment of aquatic biodiversity .
This document addresses the first crucial step for any further downstream eDNA-based analyses of
biodiversity. Routine sampling of benthic diatoms from rivers and lakes adapted for metabarcoding analyses
[5]
is given in CEN/TR 17245 .
v
International Standard ISO 17805:2026(en)
Water quality — Sampling, capture and preservation of
environmental DNA from water
WARNING 1 — Persons using this document should be familiar with water sampling protocols used
to assess biological diversity. This document does not purport to address all of the safety problems,
if any, associated with its use. It is the responsibility of the user to establish appropriate safety and
health practices.
WARNING 2 — Persons using this document should be familiar with normal laboratory practice. This
document does not purport to address all of the safety problems, if any, associated with its use. It is
the responsibility of the user to establish appropriate safety and health practices.
IMPORTANT — It is absolutely essential that tests conducted in accordance with this document be
carried out by suitably qualified staff.
1 Scope
This document specifies procedures for sampling, capture and preservation of environmental DNA (eDNA)
in aquatic environments, originating from organisms
— that are present or have recently been present in a water body, or
— whose DNA has been introduced to the water body through some mechanism.
This document also specifies procedures for avoiding sample contamination and ensuring the integrity
of environmental DNA during water filtration and sample preservation. It also specifies the required
equipment and metadata reporting.
This document excludes:
— methods for the collection of eDNA from biofilms, sediments or similar sample types;
— passive sampling methods;
— sampling designs.
2 Normative references
There are no normative references in this document.
3 Terms and definitions
For the purposes of this document, the following terms and definitions apply.
ISO and IEC maintain terminology databases for use in standardization at the following addresses:
— ISO Online browsing platform: available at https:// www .iso .org/ obp
— IEC Electropedia: available at https:// www .electropedia .org/
3.1
cross-contamination
unintended transfer of any source of DNA from one sample to another sample

3.2
decontamination
procedure to remove any source of trace of DNA from material that can come into contact with the sample
3.3
enclosed filter
filtering system where the filter membrane is encapsulated and where the inflow and outflow can be closed
for transport and storage
Note 1 to entry: The eDNA contained on the filter is typically extracted without removing the membrane from the filter
capsule greatly reducing the risk of contamination of samples. See Figure A.1 c) for further description and illustration
of the filter type, filtering and lysis step.
3.4
environmental DNA
eDNA
nucleic acids from dead or living organisms including single-stranded (ss) and double-stranded (ds) DNA
fragment from nuclear and mitochondrial or plastid DNA of eukaryotes as well as plasmid and chromosomal
DNA of prokaryotes
Note 1 to entry: Including DNA from various sources such as unicellular or small multicellular organisms or tissue
particles (e.g. shed cells, faeces), and gametes of multicellular organisms.
3.5
environmental DNA field blank
eDNA field blank
sample obtained from processing target DNA-free water (e.g. molecular grade water) through all the
equipment used and following all procedures involved in the eDNA sampling process to check whether the
equipment and procedures introduced either sample contamination (3.11) or cross-contamination (3.1), or
both
3.6
housed filter
filtering systems in which a filter membrane is protected within a solid housing during the filtration process,
which is opened subsequently to remove the filter membrane with tweezers for further processing
Note 1 to entry: The filters are removed from the housing for eDNA extraction. The housing can be opened and the
filter removed for preservation and later processing. See Figure A.1 b) for further description and illustration of the
filter type, filtering and lysis step.
3.7
lysis buffer
buffer solution to preserve the DNA present in the sample and to lyse or open cells as a first step of the DNA
extraction
3.8
internal positive control
IPC
quantified amount of synthetic or natural DNA containing a PCR-amplifiable sequence that does not naturally
occur in the sample, used to interpret negative results
Note 1 to entry: The IPC can be added to the sample, the preservation buffer or the lysis buffer (3.7) at a known
concentration to verify the efficiency of the entire workflow from DNA preservation to DNA amplification. To
determine the efficiency of specific steps in the workflow such as the DNA extraction or DNA amplification, the IPC is
added prior to the respective step within the workflow.
3.9
open filter
filtering system from which the filter membrane is removed with tweezers for further processing
Note 1 to entry: The filtering system can include vacuum or peristaltic units. See Figure A.1 a) for further description
and illustration of the filter type, filtering and lysis step.

3.10
pre-filtration
use of a filter membrane, mesh or hose strainer with a larger pore-size than the main filter membrane (used
for capturing the eDNA) through which water is passed first to remove larger particles of sediment, plant
material or algae to increase the volume of water that can be filtered before saturation of the main filter
3.11
sample contamination
process by which exogenous DNA is unintentionally introduced to the sample
Note 1 to entry: DNA that is already present in the water before the eDNA sampling was undertaken is not considered
as contamination.
3.12
target DNA
source or trace, or both, of DNA from the surveyed species or taxa
4 Principle
Environmental DNA is captured and separated from the surveyed water body via a representative water
sample, according to an appropriate sampling design. During the whole procedure, cross-contamination and
sample contamination are avoided and eDNA integrity is maintained.
An overview on the key steps and considerations for the sampling, capture and preservation of eDNA from
water is shown in Figure 1.
Figure 1 — Key steps and considerations for the eDNA water sampling process
5 Procedure
5.1 General
Water should be sampled to capture and separate eDNA via filtration, centrifugation or gravity filtration.
[15]
The probability of obtaining eDNA from the targeted organism(s) is positively correlated with :
— the optimum sampling location and time point (including season) with regard to the organism(s) eDNA
[16][17]
shedding rates, abundances (also of non-target organisms) including spawning time, metabolic
activity and locomotion;
— the volume of water filtered;

— the spatial representativeness of the samples;
— the number of samples per water body.
5.2 Considerations prior to fieldwork
Depending on the different applications or goals of each eDNA survey, the most appropriate sampling
conditions and design shall be assessed based on case-by-case evidence to obtain water samples
representative of the water body and the organisms being monitored. These can include hydrological,
meteorological, seasonal or temporal, biological or ecological, and physiological variation.
This is particularly important in lentic (non-flowing) water bodies since eDNA is often unevenly distributed
[18][19]
when the water is not well mixed. Representative sampling can be achieved by merging (i.e. pooling)
subsamples collected at different points in the water body or alternatively by continuous sampling systems
that move across the water body while drawing up water. When surveying deep water bodies and targeting
deep water dwelling organisms, water should be sampled from relevant depths (e.g. with Niskin samplers;
for decontamination processes, see Clause 9).
The following shall be considered when planning where and when to collect samples and subsamples:
— Features of the water body, including its size, depth, flow, stratification and the distribution of
microhabitats as well as inlets and outlets of the water body. If the study requires separate analyses of
subsamples (e.g. biota in different depth layers), new or clean collection vessels shall be used for each
subsample.
[20]
— Biology of all target taxa, including habitat preferences, life cycle and (if known) DNA shedding rates.
[21]
Detection probability for individual species can be increased by timing sampling to coincide with
times of intense activity (e.g. spawning). Temporal variations in the amounts of released eDNA by the
target species needs to be considered. It is also important to consider whether target taxa are likely to
be present in the water body at the time of sampling.
NOTE Pooling of samples can lead to a decreased chance of detecting rare targets.
5.3 Equipment preparation prior to fieldwork
Prior to fieldwork a sufficient number of collecting vessels and equipment shall be cleaned to avoid
contamination (for detailed instruction, see Clause 9).
5.4 Sampling the eDNA from water
Various systems are used for sampling and filtering water. Some involve initially gathering water into a
collecting vessel where it is mixed and then filtered subsequently; other systems filter the water directly as
it is drawn up from the water body. When the water is not filtered directly in the water body, the filtration
can be carried out on the shore, on boats, or in the laboratory.
eDNA, tissue fragments, cells and (in case of microbial communities) whole organisms shall be separated
from the collected water via filtration or other processes (e.g. including gravity filtration and centrifugation).
This can be achieved manually with syringes or using a hand or powered pump or by gravity filtration or
centrifugation, where it has been demonstrated to work. If a pump is used and water passes through a pump
tubing before reaching a filter, then a new or decontaminated pump tubing shall be used for each sample.
If subsamples are being merged into a pooled sample, ensure that they are well mixed before starting to
filter.
When sampling eDNA, precaution measures shall be considered to avoid contamination (for detailed
instruction, see Clause 9).
5.5 Preserving the sample
5.5.1 General
The eDNA contained in the collected water should be separated from the water immediately in the field.
Note that DNA breakdown will occur when it is not possible to immediately separate and preserve the
collected water sample on-site. The rate at which this breakdown occurs, depends on several parameters
such as chemical composition of the collected water, storage conditions of the water sample, exposure to
sunlight (e.g. UV), as well as the type of organism releasing the eDNA. In general, the longer the period
between collection and preservation, the more eDNA will be broken down. Note that at room temperature,
large amounts of target eDNA can be lost within 12 h to 24 h. When it is not possible to separate the eDNA
from the water on-site, then separation should be undertaken as soon as possible (usually no longer than
[22]
6 hours unless a preservation method is used to elongate the storage period (see e.g. Reference [23]).
Water shall be stored ≤ 8 °C and protected from UV light prior to separating eDNA from the collected water
by filtration or centrifugation. The obtained eDNA sample (e.g. filter, centrifuged pellet) shall be immediately
preserved in the field for transportation to the laboratory and storage prior to eDNA extraction. In case the
eDNA collected on a filter membrane has to be preserved (i.e. is not directly used for lysis), the membrane
shall be either completely covered by preservation solution or be frozen (≤−18 °C), or both, or desiccated,
depending on filter type and manufacturer’s recommendation. Maximum storage time of filters depends on
the DNA preservation method used.
If a preservative solution is used, the solution used shall be clearly recorded because downstream laboratory
protocols for DNA extraction may need to be modified according to the preservative solution used. If
freezing is used for preservation, the filter membrane should either be frozen immediately after filtration is
completed or kept at 5 °C ± 3 °C no longer than 3 h (part of the 6 h mentioned before) and protected from UV
light. Once the filter is frozen, it should remain continuously so until DNA extraction begins.
An IPC should be added before preserving filter samples to allow for monitoring eDNA degradation during
transport and storage of the sample. It is recommended to include an IPC in the preservative solution that
can be quantified after storage and DNA extraction using a quantitative PCR assay (e.g. quantitative PCR or
digital droplet PCR) to track sample degradation. If using freezing or drying and also using an IPC, add the
IPC to the filter membrane with the lysis buffer during the first phase of the DNA extraction and this will
serve only as an indication of successful DNA extraction; it will not serve as a degradation control.
Additional requirements for different filter types are mentioned 5.5.2 to 5.5.4.
NOTE The obtained type of eDNA depends on the preservation method. While freezing the samples breaks up
the cells which release the intracellular DNA therein, other preservation methods without freezing and depending on
the type of preservation liquid used, preserve the extracellular eDNA which then can be separately extracted from
the intracellular DNA contained in cells and tissues. For further information on the preservation and extraction of
different eDNA fractions, see Reference [24].
5.5.2 Preserving eDNA in enclosed filters
If using an enclosed filter and a preservative solution, the filter unit shall be securely sealed to ensure that
the preservative solution fully covers the filter membrane throughout transportation and storage of the
filter until such time as DNA extraction begins. The temperature of the filter should be subjected to the
previously recommended temperature during transport and storage until DNA extraction, depending on the
type of preservative solution used.
If the filter cases are cracked in the laboratory (not recommended), they should be processed as housed
filters regarding contamination risk.
5.5.3 Preserving eDNA in open filters
If using an open filter, care shall be taken to not contaminate the sample. Handling of the filter membrane
shall be done using decontaminated tweezers.
NOTE Transferring the filter carries a risk of contamination.

If drying is used for preservation, then the filter membrane shall be sealed inside a DNA-free, air-proof
container along with a suitable drying agent until DNA extraction begins.
5.5.4 Preserving eDNA in housed filters
If using a housed filter that is opened in the field, care shall be taken to avoid contaminating the samples.
Preservative solutions can be added directly to the filter membrane inside the housing and transported to
the laboratory depending on the manufacturer. Filter membrane handling (if needed) shall be performed
using decontaminated tweezers.
NOTE Transferring the filter carries a risk of contamination.
The filter membrane shall be sealed inside a DNA-free, air-proof container.
If the housing is closed during preservation, one shall follow the instructions for enclosed filters (see 5.5.2).
If the filter is removed from the housing in the field and transferred to a test tube one shall follow to the
instructions for open filters (see 5.5.3).
6 Equipment and its use
The specific type of equipment needed depends on the environment to be sampled and on the sampling
protocol. All equipment and materials used during field samplin
...

Norme
internationale
ISO 17805
Première édition
Qualité de l'eau — Échantillonnage,
2026-07
collecte et conservation de l’ADN
environnemental prélevé dans l’eau
Water quality — Sampling, capture and preservation of
environmental DNA from water
Numéro de référence
DOCUMENT PROTÉGÉ PAR COPYRIGHT
© ISO 2026
Tous droits réservés. Sauf prescription différente ou nécessité dans le contexte de sa mise en œuvre, aucune partie de cette
publication ne peut être reproduite ni utilisée sous quelque forme que ce soit et par aucun procédé, électronique ou mécanique,
y compris la photocopie, ou la diffusion sur l’internet ou sur un intranet, sans autorisation écrite préalable. Une autorisation peut
être demandée à l’ISO à l’adresse ci-après ou au comité membre de l’ISO dans le pays du demandeur.
ISO copyright office
Case postale 401 • Ch. de Blandonnet 8
CH-1214 Vernier, Genève
Tél.: [phone]
E-mail: [e-mail]
Web: www.iso.org
Publié en Suisse
ii
Sommaire Page
Avant-propos .iv
Introduction .v
1 Domaine d’application . 1
2 Références normatives . 1
3 Termes et définitions . 1
4 Principe. 3
5 Mode opératoire . 4
5.1 Généralités .4
5.2 Éléments à prendre en compte avant le travail de terrain .5
5.3 Préparation du matériel avant le travail de terrain .5
5.4 Échantillonnage de l’ADNe dans l’eau .5
5.5 Conservation de l’échantillon .6
5.5.1 Généralités .6
5.5.2 Conservation de l’ADNe dans des filtres fermés .6
5.5.3 Conservation de l’ADNe dans des filtres ouverts .7
5.5.4 Conservation de l’ADNe dans des filtres enclavés .7
6 Matériel et son utilisation . 7
7 Solutions de conservation . 9
7.1 Généralités .9
7.2 Exemples de solutions de conservation pouvant être fabriquées en interne .9
8 Rapport d’échantillonnage . . 9
8.1 Généralités .9
8.2 Paramètres requis .10
8.3 Paramètres hautement recommandés .10
8.4 Paramètres recommandés .11
9 Prévention de la contamination des échantillons .11
9.1 Généralités .11
9.2 Contamination introduite par le matériel et les personnes lors du prélèvement et du
traitement des échantillons .11
9.3 Mode opératoire de décontamination du matériel d’échantillonnage . 12
9.3.1 Généralités . 12
9.3.2 Matériel et équipement qui sont en contact direct avec l’échantillon d’eau . 13
9.3.3 Matériel et équipement qui ne sont pas en contact direct avec l’échantillon d’eau . 13
Annexe A (informative) Types de filtres . 14
Annexe B (informative) Métadonnées . 16
Bibliographie .18

iii
Avant-propos
L’ISO (Organisation internationale de normalisation) est une fédération mondiale d’organismes nationaux
de normalisation (comités membres de l’ISO). L’élaboration des Normes internationales est en général
confiée aux comités techniques de l’ISO. Chaque comité membre intéressé par une étude a le droit de faire
partie du comité technique créé à cet effet. Les organisations internationales, gouvernementales et non
gouvernementales, en liaison avec l’ISO participent également aux travaux. L’ISO collabore étroitement avec
la Commission électrotechnique internationale (IEC) en ce qui concerne la normalisation électrotechnique.
Les procédures utilisées pour élaborer le présent document et celles destinées à sa mise à jour sont
décrites dans les Directives ISO/IEC, Partie 1. Il convient, en particulier, de prendre note des différents
critères d'approbation requis pour les différents types de documents ISO. Le présent document a
été rédigé conformément aux règles de rédaction données dans les Directives ISO/IEC, Partie 2 (voir
www.iso.org/directives).
L’ISO attire l’attention sur le fait que la mise en application du présent document peut entraîner l’utilisation
d’un ou de plusieurs brevets. L’ISO ne prend pas position quant à la preuve, la validité et l’applicabilité de
tout droit de propriété revendiqué à cet égard. À la date de publication du présent document, l’ISO n’avait pas
reçu notification qu’un ou plusieurs brevets pouvaient être nécessaires à sa mise en application. Toutefois,
il y a lieu d’avertir les responsables de la mise en application du présent document que des informations
plus récentes sont susceptibles de figurer dans la base de données de brevets, disponibles à l’adresse
https://www.iso.org/fr/iso-standards-and-patents.html. L’ISO ne saurait être tenue responsable de ne pas
avoir identifié tout ou partie de tels droits de brevet.
Les appellations commerciales éventuellement mentionnées dans le présent document sont données
à titre d’information, par souci de commodité, à l’intention des utilisateurs et ne sauraient constituer un
engagement.
Pour une explication de la nature volontaire des normes, de la signification des termes et expressions
spécifiques de l’ISO liés à l’évaluation de la conformité, ou pour toute autre information au sujet de l’adhésion
de l’ISO aux principes de l’Organisation mondiale du commerce (OMC) concernant les obstacles techniques
au commerce (OTC), voir www.iso.org/iso/fr/avant-propos.html.
Le présent document a été élaboré par le comité technique ISO/TC 147, Qualité de l’eau, sous-comité SC 5,
Méthodes biologiques, en collaboration avec le comité technique CEN/TC 230, Analyse de l’eau, du Comité
européen de normalisation (CEN), conformément à l’Accord de coopération technique entre l’ISO et le CEN
(Accord de Vienne).
Il convient que l’utilisateur adresse tout retour d’information ou toute question concernant le présent
document à l’organisme national de normalisation de son pays. Une liste exhaustive desdits organismes se
trouve à l’adresse www.iso.org/fr/members.html.

iv
Introduction
La surveillance des organismes est essentielle pour évaluer l’état des écosystèmes aquatiques et est requise
par la législation nationale et internationale, telle que la directive-cadre sur l’eau de l’Union européenne
(2000/60/CE). Il existe une vaste gamme de méthodes qui décrivent comment surveiller les organismes
[2] [3] [4]
dans les milieux aquatiques (par exemple EN 14011, EN 14757, EN 15460 ). Toutefois, ces approches
nécessitent soit de capturer, soit de collecter les organismes concernés, ou les deux, ce qui peut être un
processus laborieux et chronophage.
La possibilité soit de détecter la présence d’organismes, soit de quantifier leur abondance relative (par exemple
voir la Référence [7]), soit les deux, dans les milieux aquatiques par l’analyse de l’ADN environnementale
(ADNe) offre un nouveau moyen de surveiller la biodiversité dans divers groupes taxonomiques, notamment
[8][9][10]
les micro-organismes, les plantes et les animaux . Cette approche permet d’étudier la diversité des
organismes sans avoir directement besoin de les isoler et de les capturer. De plus, elle est supposée jouer un
rôle majeur dans de futures biosurveillances, qui auraient pour objectif d’inventorier des espèces avec une
[11]
haute résolution temporelle et spatiale. Bien que la performance de l’approche ADNe ait été rapportée à
[12]
plusieurs reprises, il est fortement nécessaire de standardiser l’évaluation de la biodiversité aquatique
[13][14]
utilisant l’approche ADNe .
Le présent document aborde la première étape cruciale des processus d’analyses de la biodiversité fondées
sur l’approche ADNe. L’échantillonnage en routine de diatomées benthiques dans les rivières et les plans
[5]
d’eau adapté aux analyses de type metabarcoding est indiqué dans le CEN/TR 17245 .

v
Norme internationale ISO 17805:2026(fr)
Qualité de l'eau — Échantillonnage, collecte et conservation
de l’ADN environnemental prélevé dans l’eau
AVERTISSEMENT 1 — Il est recommandé que les personnes utilisant le présent document connaissent
les protocoles d’échantillonnage de l’eau utilisés pour évaluer la diversité biologique. Le présent
document n’a pas pour but de traiter tous les problèmes de sécurité qui sont, le cas échéant, liés à son
utilisation. Il incombe à l’utilisateur d’établir des pratiques de sécurité et d’hygiène appropriées.
AVERTISSEMENT 2 — Il convient que les utilisateurs du présent document maîtrisent les pratiques
courantes de laboratoire. Le présent document ne prétend pas couvrir tous les problèmes de sécurité
potentiels associés à son utilisation. Il est de la responsabilité de l’utilisateur de mettre en place des
pratiques d’hygiène et de sécurité adéquates.
IMPORTANT — Il est indispensable que les essais menés conformément au présent document le
soient par du personnel qualifié.
1 Domaine d’application
Le présent document spécifie des modes opératoires d’échantillonnage, de capture et de conservation de
l’ADN environnementale (ADNe) dans des milieux aquatiques, provenant d’organismes
— qui sont présents ou ont été récemment présents dans une masse d’eau, ou
— dont l’ADN a été introduit dans la masse d’eau par un mécanisme précis.
Le présent document spécifie également des modes opératoires permettant d’éviter la contamination des
échantillons et d’assurer l’intégrité de l’ADNe pendant la filtration de l’eau et la préservation des échantillons.
Il spécifie également le matériel requis et la bancarisation des métadonnées.
Le présent document n’inclut
— ni la collecte d’ADNe à partir de biofilms, de sédiments ou d’autres types d’échantillons similaires,
— ni les méthodes d’échantillonnage passif,
— et il n’aborde pas la question des plans d’échantillonnage.
2 Références normatives
Le présent document ne contient aucune référence normative.
3 Termes et définitions
Pour les besoins du présent document, les termes et définitions suivants s’appliquent.
L’ISO et l’IEC tiennent à jour des bases de données terminologiques destinées à être utilisées en normalisation,
consultables aux adresses suivantes:
— ISO Online browsing platform: disponible à l’adresse www .iso .org/ obp
— IEC Electropedia: disponible à l’adresse https:// www .electropedia .org/

3.1
contamination croisée
transfert involontaire de toute nature d’ADN d’un échantillon à un autre
3.2
décontamination
mode opératoire consistant à éliminer toute source de trace d’ADN du matériel pouvant entrer en contact
avec l’échantillon
3.3
filtre fermé
système de filtration dans lequel la membrane filtrante est intégrée et pour lequel l’orifice d’entrée et l’orifice
de sortie peuvent être fermés pendant le transport et le stockage
Note 1 à l'article: L’ADNe contenu sur le filtre est généralement extrait sans sortir la membrane de la cartouche filtrante,
ce qui réduit nettement le risque de contamination des échantillons. Voir la Figure A.1 c) pour une description et une
illustration plus détaillées du type de filtre, de l’étape de filtration et de lyse.
3.4
ADN environnemental
ADNe
acide nucléique provenant d’organismes morts ou vivants, notamment des fragments d’ADN simple brin (sb)
ou double brin (db) provenant d’ADN nucléaire ou mitochondrial ou plastidial d’eucaryotes ainsi que d’ADN
plasmidique et chromosomique de procaryotes
Note 1 à l'article: Est inclus l’ADN de diverses sources, telles que les organismes unicellulaires et les petits organismes
multicellulaires ou les particules de tissus (par exemple cellules désagrégées, matières fécales) et les gamètes
d’organismes multicellulaires.
3.5
blanc de terrain d’ADN environnemental
blanc de terrain d’ADNe
échantillon obtenu par traitement d’eau exempte d’ADN cible (par exemple eau de qualité biologique
moléculaire) dans tout le matériel utilisé et suivant tous les modes opératoires impliqués dans le processus
d’échantillonnage d’ADNe pour s’assurer que le matériel et les modes opératoires n’introduisent pas de
contamination de l’échantillon (3.11) ou de contamination croisée (3.1), ou les deux
3.6
filtre enclavé
système dans lequel une membrane filtrante est protégée à l’intérieur d’un boîtier solide pendant le
processus de filtration, qui est ensuite ouvert pour retirer la membrane filtrante à l’aide de pinces pour la
suite des traitements
Note 1 à l'article: Les filtres sont retirés du boîtier pour extraire l’ADNe. Le boîtier peut être ouvert et le filtre retiré en
vue du stockage et d’un traitement ultérieur. Voir Figure A.1 b) pour une description et une illustration plus détaillée
du type de filtre, de l’étape de filtration et de lyse.
3.7
tampon de lyse
solution tampon servant à conserver l’ADN présent dans l’échantillon et à lyser ou ouvrir les cellules comme
première étape de l’extraction de l’ADN
3.8
témoin interne positif
TIP
quantité définie d’ADN synthétique ou naturel contenant une séquence amplifiable par PCR qui n'est pas
naturellement présente dans l’échantillon, utilisée pour interpréter les résultats négatifs
Note 1 à l'article: Le TIP peut être ajouté à l’échantillon, au tampon de conservation ou au tampon de lyse (3.7) à une
concentration connue pour vérifier l’efficacité de l’ensemble du déroulement des tâches allant de la conservation de
l’ADN à l’amplification de l’ADN. Pour déterminer l’efficacité d’étapes spécifiques dans le flux de travail telles que
l’extraction d’ADN ou l’amplification d’ADN, le TIP est ajouté avant l’étape respective dans le flux de travail.

3.9
filtre ouvert
système de filtration duquel la membrane filtrante est retirée à l’aide de pinces pour la suite des traitements
Note 1 à l'article: Le système de filtration peut comprendre des unités sous vide ou péristaltiques. Voir la Figure A.1 a)
pour une description et une illustration plus détaillées du type de filtre, de l’étape de filtration et de lyse.
3.10
pré-filtration
utilisation d’une membrane filtrante, maille ou crépine ayant une taille de pore supérieure à celle de la
membrane du filtre principal (utilisée pour collecter l’ADNe) à travers laquelle l’eau est d’abord introduite
pour éliminer les grosses particules de sédiment, de matière végétale ou d’algues, utilisée pour augmenter le
volume d’eau qui peut être filtré avant saturation du filtre principal
3.11
contamination de l’échantillon
processus par lequel de l’ADN exogène est accidentellement introduit dans l’échantillon
Note 1 à l'article: L’ADN déjà présent dans l’eau avant l’échantillonnage de l’ADNe n’est pas considéré comme une source
de contamination.
3.12
ADN cible
source ou trace, ou les deux, d’ADN provenant de l’espèce ou du taxon étudié
4 Principe
L'ADNe est collecté et séparé de la masse d’eau étudiée à partir d'un échantillon d’eau représentatif,
conformément à un plan d’échantillonnage approprié. Pendant l’ensemble du mode opératoire, la
contamination croisée et la contamination de l’échantillon sont évitées et l’intégrité de l’ADNe est maintenue.
Une vue d’ensemble des principales étapes et considérations applicables à l’échantillonnage, la collecte et la
conservation de l’ADNe présent dans l’eau est montrée à la Figure 1.

Figure 1 — Principales étapes et considérations applicables au processus d’échantillonnage de
l’ADNe présent dans l’eau
5 Mode opératoire
5.1 Généralités
Il est recommandé de prélever de l’eau pour collecter et séparer l’ADNe par filtration, centrifugation ou
filtration gravitaire. La probabilité d’obtenir l’ADNe du ou des organismes cibles est corrélée positivement
[15]
avec :
— le site et le moment optimal d’échantillonnage (y compris la saison) vis-à-vis du taux d’excrétion d’ADNe
par le ou les organismes, de leurs abondances (y compris celles des organismes non cibles), tenant compte
[16][17]
de la période de frai , de leur activité métabolique et de leurs déplacements;

— le volume d’eau filtré;
— la représentativité spatiale des échantillons;
— le nombre d’échantillons par masse d’eau.
5.2 Éléments à prendre en compte avant le travail de terrain
Selon les applications ou les objectifs de chaque analyse ADNe, les conditions et le plan d’échantillonnage
optimaux doivent être évalués au cas par cas pour obtenir des échantillons d’eau représentatifs de la masse
d’eau et des organismes surveillés. Cela peut comprendre les variations hydrologiques, météorologiques,
saisonnières ou temporelles, biologiques ou écologiques et physiologiques.
Ce point est particulièrement important pour les masses d’eau lentiques (stagnantes) car l’ADNe est souvent
[18][19]
inégalement réparti lorsque l’eau n’est pas bien mélangée . Un échantillonnage représentatif peut être
obtenu en combinant des sous-échantillons collectés à différents points de la masse d’eau ou en utilisant des
systèmes d’échantillonnage continu qui se déplacent dans la masse d’eau tout en aspirant de l’eau. Lors de
l’étude de masses d’eaux profondes en ciblant des organismes vivant en eaux profondes, il convient que l’eau
soit échantillonnée à des profondeurs pertinentes (par exemple avec des échantillonneurs Niskin; pour les
processus de décontamination, voir l'Article 9).
Les points suivants doivent être pris en compte lors du choix du lieu et du moment où les échantillons et
sous-échantillons seront collectés:
— Caractéristiques de la masse d’eau, y compris sa taille, sa profondeur, son débit, ainsi que sa stratification
et la répartition des microhabitats ainsi que les entrées et les sorties de la masse d’eau. Si l’étude
requiert des analyses distinctes de sous-échantillons (par exemple du biote provenant de couches de
différente profondeur), des récipients de collecte neufs ou propres doivent être utilisés pour chaque
sous-échantillon.
— Biologie de tous les taxons cibles, y compris les préférences en matière d’habitat, le cycle de vie et (si
[20][21]
connu) les taux d’excrétion d’ADN. La probabilité de détection des espèces individuelles peut être
améliorée en faisant coïncider l’échantillonnage avec les périodes d’activité intense (par exemple, le
frai). Les variations temporelles des quantités d’ADNe libéré par les espèces cibles doivent être prises
en compte. Il est également important de s’interroger si les taxons cibles ont des chances d’être présents
dans la masse d’eau au moment de l’échantillonnage.
NOTE La combinaison d’échantillons peut réduire les chances de détecter des cibles rares.
5.3 Préparation du matériel avant le travail de terrain
Avant le travail de terrain, un nombre suffisant de récipients et d’équipements de collecte doivent être
nettoyés pour éviter toute contamination (pour des instructions détaillées, voir l'Article 9).
5.4 Échantillonnage de l’ADNe dans l’eau
Divers systèmes sont utilisés pour prélever et filtrer l’eau. Certains impliquent la collecte initiale d’eau
dans un récipient dans lequel l’eau est mélangée puis filtrée; d’autres systèmes filtrent l’eau directement
lorsqu’elle est prélevée de la masse d’eau. Lorsque l’eau n’est pas filtrée directement dans la masse d’eau, la
filtration peut être effectuée sur la berge, à bord de bateaux ou en laboratoire.
L’ADNe, les fragments de tissus, les cellules et (dans le cas de communautés microbiennes) les organismes
entiers doivent être séparés de l’eau collectée par filtration ou par d’autres processus (y compris la filtration
gravitaire et la centrifugation). Cela peut être fait manuellement à l’aide de seringues, au moyen d’une
pompe à main ou à commande mécanique ou par filtration gravitaire ou centrifugation, dans les cas où ces
techniques se sont révélées efficaces. Si une pompe est utilisée et que l’eau traverse un tube avant d’atteindre
un filtre, alors un nouveau tube ou un tube décontaminé doit être utilisé pour chaque échantillon.
En cas de regroupement de sous-échantillons en un échantillon combiné, vérifier que les sous-échantillons
sont correctement mélangés avant de commencer à filtrer.

Lors de l’échantillonnage d’ADNe, des mesures de précaution doivent être prises pour éviter la contamination
(pour des instructions détaillées, voir l'Article 9).
5.5 Conservation de l’échantillon
5.5.1 Généralités
Il est recommandé de séparer l’eau et l’ADNe contenu dans l’eau collectée immédiatement sur le terrain.
Noter qu’une dégradation de l’ADN se produira s’il est impossible de séparer et conserver immédiatement
sur le terrain l’échantillon d’eau collecté. Le taux de dégradation dépend de plusieurs paramètres tels que
la composition chimique de l’eau collectée, les conditions de stockage de l’échantillon d’eau, l’exposition
à la lumière du soleil (par exemple UV) ainsi que le type d’organismes contribuant à l’ADNe. En général,
plus la durée entre la collecte et la conservation est longue, plus la quantité d’ADNe dégradé sera élevée.
Noter qu’à température ambiante, de grandes quantités d’ADNe cible peuvent être perdues dans un
délai de 12 h à 24 h. Lorsqu’il est impossible de séparer l’ADNe de l’eau sur le terrain, il convient que la
[22]
séparation soit effectuée dès que possible – généralement pas plus de 6 heures sauf si une méthode de
conservation est utilisée pour allonger la période de stockage (voir par exemple Référence [23]). L’eau doit
être stockée à une température ≤ 8 °C et à l’abri de la lumière UV avant de séparer l’ADNe de l’eau collectée
par filtration ou centrifugation. L’échantillon d’ADNe obtenu (par exemple filtre, culot centrifugé) doit être
immédiatement conservé sur le terrain en vue de son transport vers le laboratoire et de son stockage avant
l’extraction d’ADNe. Si l’ADNe collecté sur une membrane filtrante doit être conservé (ce qui signifie qu’il
n’est pas directement utilisé pour la lyse), la membrane doit être complètement recouverte par la solution
de conservation, ou congelée (≤−18 °C), ou les deux, ou séchée, selon le type de filtre et les recommandations
du fabricant. La durée de stockage maximale des filtres dépend de la méthode utilisée pour conserver l’ADN.
Si une solution de conservation est utilisée, elle doit être clairement mentionnée car les protocoles de
laboratoire mis en œuvre ultérieurement pour l’extraction de l’ADN peuvent avoir besoin d’être modifiés
en fonction de la solution de conservation employée. Si la congélation est utilisée pour la conservation, il
est recommandé de congeler la membrane filtrante immédiatement après la fin de la filtration ou de la
conserver entre 5 °C et 3 °C pas plus de 3 heures (comprises dans le délai de 6 heures susmentionné) à l’abri
de la lumière UV. Dès que le filtre est congelé, il est recommandé de le laisser ainsi de manière ininterrompue
jusqu’à ce que l’extraction de l’ADN commence.
Il est recommandé d’ajouter un TIP avant de conserver les échantillons obtenus par filtration pour
permettre de surveiller la dégradation de l’ADNe pendant le transport et le stockage de l’échantillon. Il
est recommandé d’ajouter à la solution de conservation un TIP qui puisse être quantifié après stockage et
extraction de l’ADN par PCR quantitative (par exemple PCR quantitative ou PCR digitale en microgouttes)
pour détecter la dégradation de l’échantillon. En cas d’utilisation de la congélation ou du séchage et de
l’emploi d’un TIP, ajouter ce dernier dans la membrane du filtre avec le tampon de lyse pendant la première
phase de l’extraction de l’ADN. Il servira uniquement d’indicateur d’extraction de l’ADN et non de contrôle de
la dégradation.
Des exigences supplémentaires pour différents types de filtres sont mentionnées du 5.5.2 au 5.5.4.
NOTE Le type d’ADNe obtenu dépend de la méthode de conservation. La congélation des échantillons fractionne
les cellules entraînant la libération de l’ADN intracellulaire, tandis que les autres méthodes de conservation sans
congélation, et selon le type de liquide de conservation utilisé, préservent l’ADNe extracellulaire qui peut ensuite
être extrait séparément de l’ADN intracellulaire contenu dans les cellules et les tissus. Pour plus d’informations sur la
conservation et l’extraction de différentes fractions d’ADNe, voir la Référence [24].
5.5.2 Conservation de l’ADNe dans des filtres fermés
En cas d’utilisation d’un filtre fermé et d’une solution de conservation, le filtre doit être soigneusement
fermé pour s’assurer que la solution de conservation recouvre entièrement la membrane filtrante pendant
le transport et le stockage du filtre jusqu’à ce que l’extraction de l’ADN commence. Il est recommandé de
soumettre le filtre à une température similaire à la température précédemment recommandée pour le
transport et le stockage jusqu’à l’extraction de l’ADN, selon le type de solution de conservation utilisée.
Si les boîtiers de filtre sont ouverts en laboratoire (non recommandé), il est recommandé de les traiter
comme des filtres enclavés en ce qui concerne le risque de contamination.

5.5.3 Conservation de l’ADNe dans des filtres ouverts
En cas d’utilisation d’un filtre ouvert, des précautions doivent être prises afin de ne pas contaminer
l’échantillon. La manipulation de la membrane filtrante doit être effectuée à l’aide de pinces décontaminées.
NOTE Le transfert du filtre implique un risque de contamination.
Si le séchage est utilisé pour la conservation, la membrane filtrante doit être placée dans un récipient
hermétique exempt d’ADN contenant un agent dessiccatif approprié, jusqu’à ce que l’extraction de l’ADN
commence.
5.5.4 Conservation de l’ADNe dans des filtres enclavés
En cas d’utilisation d’un filtre enclavé qui est ouvert sur le terrain, des précautions doivent être prises pour
éviter de contaminer les échantillons. Les solutions de conservation peuvent être ajoutées directement sur la
membrane filtrante, à l’intérieur du boîtier, et transportées au laboratoire selon le fabricant. La manipulation
de la membrane filtrante (si nécessaire) doit être effectuée à l’aide de pinces décontaminées.
NOTE Le transfert du filtre implique un risque de contamination.
La membrane filtrante doit être placée dans un récipient hermétique exempt d’ADN.
Si le boîtier est fermé pendant la période de conservation, les instructions applicables aux filtres fermés
(voir 5.5.2) doivent être suivies.
Si le filtre est retiré du boîtier sur le terrain et placé dans un tube à essai, les instructions applicables aux
filtres ouverts (voir 5.5.3) doivent être suivies.
6 Matériel et son utilisation
Le type de matériel spécifique nécessaire dépend de l’environnement à échantillonner et du protocole
d’échantillonnage. Tout l’équipement et le matériel utilisés pendant l’échantillonnage sur le terrain
doivent être exempts d’ADN cible. Malgré la nécessité d’utiliser un matériel à usage unique pour éviter la
contamination des échantillons, il est recommandé de réduire au minimum l’emploi de matière plastique
en raison des problématiques environnementales et d’utiliser des éléments réutilisables ou recyclables (par
exemple seaux, seringues, cartouches de filtre) dans la mesure du possible.
6.1 Gants.
Porter des gants neufs à usage unique, exempts d’ADN cible, pour éviter la contamination croisée des
échantillons
— sur chaque site d’échantillonnage lors du prélèvement des échantillons à
...