ISO 14239:2017
(Main)Soil quality — Laboratory incubation systems for measuring the mineralization of organic chemicals in soil under aerobic conditions
Soil quality — Laboratory incubation systems for measuring the mineralization of organic chemicals in soil under aerobic conditions
ISO 14239:2017 specifies six suitable incubation systems for measuring the rates and extent of mineralization of organic compounds in soil by measurement of carbon dioxide (CO2) evolution. All incubation systems are applicable to soluble or insoluble compounds but choice of system depends on the overall purposes of the study. ISO 14239:2017 does not apply to the use of such systems for material balance studies, which are often test-substance specific.
Qualité du sol — Systèmes d'incubation de laboratoire destinés à la mesure de la minéralisation de produits chimiques organiques dans le sol en conditions aérobies
ISO 14239:2017 définit six systèmes d'incubation appropriés permettant de mesurer les vitesses et l'étendue de la minéralisation de composés organiques dans le sol par mesurage du dégagement de dioxyde de carbone (CO2). Tous les systèmes d'incubation peuvent être utilisés avec des composés solubles ou insolubles, mais le choix du système dépend des objectifs globaux de l'étude. ISO 14239:2017 ne s'applique pas à l'utilisation desdits systèmes pour les bilans de masse, qui sont souvent spécifiques de la substance d'essai.
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INTERNATIONAL ISO
STANDARD 14239
Second edition
2017-07
Soil quality — Laboratory incubation
systems for measuring the
mineralization of organic chemicals in
soil under aerobic conditions
Qualité du sol — Systèmes d’incubation de laboratoire destinés à la
mesure de la minéralisation de produits chimiques organiques dans le
sol en conditions aérobies
Reference number
ISO 14239:2017(E)
©
ISO 2017
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ISO 14239:2017(E)
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ISO 14239:2017(E)
Contents Page
Foreword .iv
Introduction .v
1 Scope . 1
2 Normative references . 1
3 Terms and definitions . 1
4 Methods . 1
4.1 General requirements . 1
4.1.1 Soil collection and characterization . 2
4.1.2 Test material . 2
4.1.3 Incubation conditions . . 2
4.2 Choice of incubation systems . 2
4.3 Flow-through system . 4
4.3.1 Principle . 4
4.3.2 Materials and reagents . 5
4.3.3 Apparatus and glassware . 6
4.3.4 Procedure . 6
4.4 Soda-lime column system . 7
4.4.1 Principle . 7
4.4.2 Materials and reagents . 8
4.4.3 Apparatus and glassware . 9
4.4.4 Procedure . 9
4.5 Biometer system .12
4.5.1 Principle .12
4.5.2 Materials and reagents .13
4.5.3 Apparatus and glassware .14
4.5.4 Procedure .14
4.6 Radiorespirometer .14
4.6.1 Principle .14
4.6.2 Materials and reagents .15
4.6.3 Apparatus, glass- and plastic-ware .15
4.6.4 Procedure .15
4.7 Microradiorespirometer .16
4.7.1 Principle .16
4.7.2 Materials and reagents .16
4.7.3 Apparatus, and plastic-ware. .16
4.7.4 Procedure .17
4.8 Miniaturized respirometer .17
4.8.1 Principle .17
4.8.2 Materials and reagents .18
4.8.3 Apparatus, and plastic-ware .18
4.8.4 Procedure .19
5 Calculation and expression of results .19
5.1 For unlabelled test materials .19
14
5.2 For C-labelled test materials .20
6 Test report .20
Bibliography .21
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ISO 14239:2017(E)
Foreword
ISO (the International Organization for Standardization) is a worldwide federation of national standards
bodies (ISO member bodies). The work of preparing International Standards is normally carried out
through ISO technical committees. Each member body interested in a subject for which a technical
committee has been established has the right to be represented on that committee. International
organizations, governmental and non-governmental, in liaison with ISO, also take part in the work.
ISO collaborates closely with the International Electrotechnical Commission (IEC) on all matters of
electrotechnical standardization.
The procedures used to develop this document and those intended for its further maintenance are
described in the ISO/IEC Directives, Part 1. In particular the different approval criteria needed for the
different types of ISO documents should be noted. This document was drafted in accordance with the
editorial rules of the ISO/IEC Directives, Part 2 (see www .iso .org/ directives).
Attention is drawn to the possibility that some of the elements of this document may be the subject of
patent rights. ISO shall not be held responsible for identifying any or all such patent rights. Details of
any patent rights identified during the development of the document will be in the Introduction and/or
on the ISO list of patent declarations received (see www .iso .org/ patents).
Any trade name used in this document is information given for the convenience of users and does not
constitute an endorsement.
For an explanation on the voluntary nature of standards, on the meaning of ISO specific terms and
expressions related to conformity assessment, as well as information about ISO’s adherence to the WTO
principles in the Technical Barriers to Trade (TBT) see the following URL: Foreword - Supplementary
information
This document was prepared by Technical Committee ISO/TC 190, Soil quality, Subcommittee SC 4,
Biological methods.
This second edition cancels and replaces the first edition (ISO 14239:1997), which has been technically
revised. The main changes are the inclusion of two additional incubation systems.
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ISO 14239:2017(E)
Introduction
This document describes incubation systems for determining the mineralization of organic compounds
in soil under aerobic conditions.
Mineralization is only one of the parameters which can be used to assess the biodegradation of organic
compounds in soil. If mineralization is not extensive, this does not necessarily mean that the test
material is not biodegradable. Material balance studies to assess the production of metabolites, in
addition to mineralization studies, provide a comprehensive assessment of biodegradation.
It is essential that this document be used in conjunction with ISO 11266, which gives general guidance
on the information needed to assess the potential of an organic compound to be degraded in soil.
Depending on the aim of the study, it is feasible to use a range of incubation conditions, described below,
and different methods of analysis.
© ISO 2017 – All rights reserved v
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INTERNATIONAL STANDARD ISO 14239:2017(E)
Soil quality — Laboratory incubation systems for
measuring the mineralization of organic chemicals in soil
under aerobic conditions
WARNING — The methods in this document use several materials of a hazardous nature. Due
care is necessary in their handling and disposal. In particular, all pertinent national regulations
should be complied with.
1 Scope
This document specifies six suitable incubation systems for measuring the rates and extent of
mineralization of organic compounds in soil by measurement of carbon dioxide (CO ) evolution. All
2
incubation systems are applicable to soluble or insoluble compounds but choice of system depends on
the overall purposes of the study.
This document does not apply to the use of such systems for material balance studies, which are often
test-substance specific.
2 Normative references
The following documents, in whole or in part, are normatively referenced in this document and are
indispensable for its application. For dated references, only the edition cited applies. For undated
references, the latest edition of the referenced document (including any amendments) applies.
ISO 11266, Soil quality — Guidance on laboratory testing for biodegradation of organic chemicals in soil
under aerobic conditions
ISO 11269-2:2012, Soil quality — Determination of the effects of pollutants on soil flora — Part 2: Effects
of contaminated soil on the emergence and early growth of higher plants
ISO 11274, Soil quality — Determination of the water-retention characteristic — Laboratory methods
1)
ISO 18400-206, Soil quality — Sampling — Part 206: Guidance on the collection, handling and storage of
soil for the assessment of biological functional and structural endpoints in the laboratory
3 Terms and definitions
No terms and definitions are listed in this document.
ISO and IEC maintain terminological databases for use in standardization at the following addresses:
— ISO Online browsing platform: available at http:// www .iso .org/ obp
— IEC Electropedia: available at http:// www .electropedia .org/
4 Methods
4.1 General requirements
The following procedures shall be followed, whichever incubation system is selected.
1) Under preparation. Stage at the time of publication: ISO/DIS 18400-206:2017.
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ISO 14239:2017(E)
4.1.1 Soil collection and characterization
)
1
Soil shall be collected and handled in accordance with ISO 18400-206 . The soil shall be characterized
in accordance with ISO 11266.
4.1.2 Test material
The test material shall be characterized in accordance with ISO 11266.
4.1.3 Incubation conditions
The following conditions shall be used unless there is a specific reason for using different conditions:—
Temperature: (20 ± 2) °C
— Pore water pressure of soil: −0,01 MPa to −0,03 MPa (measured to ±5 %) as determined in
with ISO 11274 (or between 40 % and 60 % max. water holding capacity (WHC measured to ±5 %)
accordance
in accordance with ISO 11269-2:2012, Annex A)
— Incubation: in the dark
The incubation conditions should be reported in the test report. If they differ from those above, the
reasons for changing them should also be reported in the test report.
A temperature of (20 ± 2) °C has been chosen as a standard for comparative purposes and because it
gives relatively rapid results. Temperatures outside this range can be used if they are more appropriate
(for example, because of local conditions, lack of cooling equipment).
4.2 Choice of incubation systems
One of the six systems described in this document shall be used:
— the flow-through system (4.3);
— the soda-lime column system (4.4);
— the biometer system (4.5);
— the radiorespirometer (4.6);
— the microradiorespirometer (4.7);
— the miniaturized respirometer (4.8).
Data on the mineralization of organic chemicals can most reliably be obtained from experiments with
radiolabelled compounds.
Recoveries of CO in the six systems can be measured using known quantities of unlabelled or
2
14
C-labelled calcium carbonate and adding sufficient hydrochloric acid to dissolve fully the calcium
carbonate.
The main advantages and disadvantages of the systems are described in Table 1 below.
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ISO 14239:2017(E)
Table 1 — Advantages and disadvantages of the incubation systems
Device Advantages Disadvantages
flow-through system — sufficient oxygen for long-term, aero- — difficulties with complete recoveries
14
bic degradation studies; when volatile C-compounds are under
investigation;
— uses standard laboratory glassware;
— sensitivity to leaks in the system.
— allows measurement of unlabelled CO
2
14
(titration), CO (scintillation counting),
2
14
and/or C-labelled volatile products
(scintillation counting).
14
soda-lime column — free access of oxygen for long-term — CO trapped in soda lime has to be
2
system degradation studies; released and re-adsorbed in liquid for
scintillation counting;
— uses standard laboratory glassware;
— water content of soils has to be adjust-
requires little space;
ed at least once per month.
— adaptable without changes for use
with standing or shaken aerobic sedi-
ments, pure cultures of microorganisms,
algae or plant cell cultures;
— problem-free incubation under vari-
ous environmental conditions;
— full recoveries of applied radioactivity
in short- or long-term material balance
studies.
biometer system — requires little space; — not ideal for long-term incubations
due to lack of free access of air and re-
— adaptable without changes for use with
duction of partial pressure of oxygen in
standing cultures of aerobic sediments;
chamber during incubation;
— pure cultures of microorganisms or
— requires special glassware.
algae;
— problem-free incubation under var-
ious environmental conditions; ease of
measurement of non-radioactive CO
2
14
(titration), CO (scintillation counting
2
14
or C-labelled volatile products (scintil-
lation counting).
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ISO 14239:2017(E)
Table 1 (continued)
Device Advantages Disadvantages
radiorespirometer — use of standard laboratory glassware; — NaOH traps have to be regularly
replaced by new ones (to avoid their
— easy to set up;
saturation);
— requires little space;
— water content of soil has to be adjust-
— adaptable to standing or shaken ed at least once every two weeks.
aerobic sediments or pure cultures of
microorganisms;
— good recovery of applied radioactivity
for mass balance.
microradiorespirom- — use of 24-wells microplate; — not ideal for long term incubation;
eter
14
— easy to set up; — not enough soils C mass balance;
— requires very little space; — need to have from five to ten biological
repeats to take into account the variabil-
— relatively high throughput analysis.
ity of the measure due to the relatively
small amount of soil analyzed;
14
— difficult CO counting using phos-
2
phorimager or classical autoradiography.
14
miniaturized — no need for C-labeled radiolabeled — need the use of micro-GC to measure
13
respirometer compound; CO production and of GC-IRMS to esti-
2
mate its isotopic signature;
— suitable to estimate the mineraliza-
13
tion of different kinds of C-labelled — not ideal for long term incubation
substrates in small soil samples; because of the lack of oxygen due to the
incubation of soil in an air-tight device
— allows analysis of functional and
molecular characteristics on the same
micro-samples.
4.3 Flow-through system
4.3.1 Principle
This method allows determination of the dissipation and/or metabolism of non-radioactive or
14
C-labelled test materials in soil. CO free air is drawn through the incubation vessel containing the
2
treated soil samples. The CO and organic volatiles evolved from the soil are trapped in a series of
2
absorption traps (see Figure 1).
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ISO 14239:2017(E)
Key
1 flow-through monitor 8 sample
2 valve for maintaining a slight pressure 9 incubation chamber
3 reservoir 10 pump
4 wash bottle 11 collector
5 incubation unit 12 valve for flow-through regulation
6 valve 13 absorption traps
a
7 distribution board Gas supply.
Figure 1 — Example of flow-through incubation system
4.3.2 Materials and reagents
Reagents of recognized analytical grade shall be used.
4.3.2.1 Source of CO-free air (e.g. obtained by passing air through an aqueous solution of strong
2
14
alkali). For studies with C-labelled compounds, CO need not be removed from the air unless there is a
2
danger of saturation of the CO traps.
2
4.3.2.2 Ethylene glycol or ethylene glycol methyl ester, for absorption of organic volatiles.
© ISO 2017 – All rights reserved 5
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ISO 14239:2017(E)
3
4.3.2.3 Polyurethane foam trap, density 16 kg/m for absorption of organic volatiles.
4.3.2.4 Sulfuric acid, c(H SO ) = 0,5 mol/l, for absorption of alkaline volatiles.
2 4
4.3.2.5 Sodium or potassium hydroxide solution, c(KOH) [or (NaOH)] = 0,1 mol/l to 0,5 mol/l for
14 2)
absorption of nonradioactive CO ; or scintillation cocktail for absorption of CO
2 2 .
WARNING — If the scintillation cocktail is used as a trap, volatile organic amines and solvents
can accumulate in toxic concentrations and there is danger of explosion. Therefore it is essential
that the work area is well ventilated.
3)
14
4.3.2.6 Scintillation cocktails for determination of the CO in alkali traps .
2
4.3.3 Apparatus and glassware
4.3.3.1 Liquid scintillation counter.
4.3.3.2 Scintillation vials.
4.3.3.3 Temperature-controlled incubator or room (±2° C).
3
4.3.3.4 Membrane pump (capacity, approximately 2,8 m /h).
4.3.3.5 Flow meter.
4.3.3.6 Flow-restrictor valves.
4.3.3.7 Glass dishes for system I, e.g. moist soil (equivalent to 50 g dry mass)
— diameter 5 cm, height 5 cm – for samples equivalent to 50 g air-dried soil
— diameter 9,5 cm, height 5 cm – for samples equivalent to 300 g air-dried soil
4.3.3.8 Erlenmeyer flask (250 ml) for system II.
4.3.3.9 Gas washing bottles (100 ml) for absorption traps.
4.3.3.10 Gas washing bottles (200 ml to 500 ml) for moistening the air.
4.3.4 Procedure
Choose incubation system I or II described in 4.3.4.1 or 4.3.4.2. System I is more applicable when many
samples shall be incubated in limited space, system II requires more space but is applicable for small-
scale experiments.
2) Carbosorb (Canberra Packard) and Oxisolve (Zinsser) are examples of suitable products available
commercially. This information is given for the convenience of users of this International Standard and does not
constitute an endorsement by ISO of these products.
3) Hionic fluor and Optifluor (Canberra Packard) are examples of suitable products available commercially.
This information is given for the convenience of users of this International Standard and does not constitute an
endorsement by ISO of these products.
6 © ISO 2017 – All rights reserved
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ISO 14239:2017(E)
4.3.4.1 Incubation system I
Incubation of soil samples shall take place in temperature controlled incubators or rooms (4.3.3.3.). Set
up cylindrical, separately removable incubation units in the chamber (see Figure 1). The incubation
units shall contain sets of soil samples in glass dishes (4.3.3.7) (normally one incubation set consists of
6 sub-samples). Each incubation unit can be aerated separately.
In order to ensure aerobic conditions, bring a constant stream of CO -free air (4.3.2.1) through each
2
incubation unit using a membrane pump (4.3.3.4).
4.3.4.2 Incubation system II
Incubate the soil sample in a glass flask (e.g. Erlenmeyer flask) (4.3.3.8) in a temperature controlled
room or incubator (4.3.3.3). Bring a constant stream of CO -free air (4.3.2.1) through the flask.
2
4.3.4.3 Absorption of volatile products
For both systems, moisten the CO -free air passing over the soils by bubbling it through two gas wash
2
bottles (4.3.3.1) about half-filled with acidified, deionized water (approximately 1 ml of concentrated
sulfuric acid per litre of water). Distribute the water saturated air to the different incubation units via
valves (4.3.3.6).
Establish a constant flow of approximately 0,1 l/min through each incubation unit; use a flow meter
(4.3.3.5) to measure the flow rates.
For both systems, bubble the outgoing gas through an absorption system to capture volatilized parent
compound, volatile metabolite, and CO for subsequent analyses. All connections shall be made of
2
14
stainless steel or polytetrafluoroethylene (PTFE) tubing. Quantify any C-labelled compounds by
liquid scintillation counting, as appropriate.
The absorption systems consist of:
— one gas washing bottle (4.3.3.9) filled with reagent for absorption of organic volatiles (4.3.2.2 or
4.3.2.3);
— one gas washing bottle (4.3.3.9) filled with reagent for absorption of alkaline volatiles (4.3.2.4) (if
necessary);
— one gas washing bottle for absorption of CO (4.3.2.5). If high rates of CO production are expected,
2 2
a second CO trap is needed.
2
4.4 Soda-lime column system
4.4.1 Principle
14
This system allows determination of the dissipation and/or metabolism of C-labelled test materials
14
in soil. Soil treated with the C-labelled test materials is held in a flask with a ground-glass jointed
neck into which a ground-glass jointed glass column has been inserted (see Figure 2).The glass column
14 14
contains a trap for volatilized C-labelled materials and a trap for CO . Oxygen and atmospheric
2
gases other than CO move freely into and out of the flask by diffusion.
2
© ISO 2017 – All rights reserved 7
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ISO 14239:2017(E)
Key
1 flask with 29/32 neck 6 soda lime
2 glass reflux column with 29/32 joint 7 oil- soaked glass wool plug
14
3 soda lime 8 trap for CO
2
14
4 glass wool plug 9 soil plus C-supplement
5 trap for atmospheric CO
2
Figure 2 — Incubation vessel for aerobic soil metabolism
NOTE ln addition to use with soils, the system has also been used for aerobic degradation studies with
standing or shaken sediments, pure cultures of microorganisms, algae and plant cell cultures.
4.4.2 Materials and reagents
Reagents of recognized analytical grade shall be used.
4.4.2.1 Granulated soda lime, grain size 1,5 mm to 3 mm, containing a saturation indicator.
4.4.2.2 Glass wool.
4.4.2.3 Paraffin oil solution in hexane (volume fraction of 2 %), for soaking glass wool plugs with oil.
4.4.2.4 Hydrochloric acid (HCl) (volume fraction of ~18 %), for dissolution of soda lime granules.
8 © ISO 2017 – All rights reserved
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ISO 14239:2017(E)
4.4.2.5 CO-absorbing solution; e.g. 1 mol/l NaOH (see Figure 3) or other suitable CO trapping
2 2
4)
solutions (see Figure 4).
4.4.2.6 Scintillation cocktail, suitable for mixing with NaOH (if applicable).
4.4.3 Apparatus and glassware
4.4.3.1 Liquid scintillation counter.
4.4.3.2 Scintillation vials.
4.4.3.3 Temperature-controlled incubator or room (±2 °C).
4.4.3.4 Nitrogen gas.
4.4.3.5 Flow meter.
4.4.3.6 Flow restrictor valves, if required for the glassware set-up for CO evolution.
2
4.4.3.7 Erlenmeyer flask (e.g. 300 ml) with a ground-glass jointed neck (e.g. 24 or 29 standard joint).
4.4.3.8 Open-ended glass tube (reflux column) fitted with a ground-glass standard joint at one end
(e.g. 24 or 29); length about 13 cm, diameter about 1,5 cm to 2 cm (see Figure 2).
14
4.4.3.9 Glassware and equipment for transferring the CO bound by the soda lime (see Figure 3 or
2
Figure 4) to an absorbent (4.4.2.5) that is compatible with the scintillation cocktail (4.4.2.6).
4.4.4 Procedure
14 14
4.4.4.1 Preparation of column for trapping C-labelled organic materials and CO
2
Prepare a glass column (4.4.3.8) that serves as the extended neck of the incubation flask and which holds,
14
from the base upward, an oil-soaked glass wool plug, (which serves as a trap for volatilized C-labelled
14
organic materials), and 8 g to 10 g of soda lime, (which serves as a trap for CO ) (see Figure 2). Soak the
2
glass wool plugs with oil by dipping them in an oil hexane solution (4.4.2.3) and allowing the hexane to
evaporate under a fume hood. For experiments that last for more than 1 month, use an ad
...
NORME ISO
INTERNATIONALE 14239
Deuxième édition
2017-07
Qualité du sol — Systèmes
d’incubation de laboratoire destinés
à la mesure de la minéralisation de
produits chimiques organiques dans
le sol en conditions aérobies
Soil quality — Laboratory incubation systems for measuring the
mineralization of organic chemicals in soil under aerobic conditions
Numéro de référence
ISO 14239:2017(F)
©
ISO 2017
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ISO 14239:2017(F)
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l’internet ou sur un Intranet, sans autorisation écrite préalable. Les demandes d’autorisation peuvent être adressées à l’ISO à
l’adresse ci-après ou au comité membre de l’ISO dans le pays du demandeur.
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ISO 14239:2017(F)
Sommaire Page
Avant-propos .iv
Introduction .v
1 Domaine d’application . 1
2 Références normatives . 1
3 Termes et définitions . 1
4 Méthodes . 2
4.1 Exigences générales . 2
4.1.1 Prélèvement et caractérisation des sols . 2
4.1.2 Matériau d’essai . 2
4.1.3 Conditions d’incubation . 2
4.2 Choix de systèmes d’incubation . 2
4.3 Système à renouvellement continu . 4
4.3.1 Principe . 4
4.3.2 Matériaux et réactifs . 5
4.3.3 Appareillage et verrerie . 6
4.3.4 Mode opératoire . 6
4.4 Système avec colonne de chaux sodée . 7
4.4.1 Principe . 7
4.4.2 Matériaux et réactifs . 8
4.4.3 Appareillage et verrerie . 9
4.4.4 Mode opératoire . 9
4.5 Système du biomètre .12
4.5.1 Principe .12
4.5.2 Matériaux et réactifs .13
4.5.3 Appareillage et verrerie .14
4.5.4 Mode opératoire .14
4.6 Radiorespiromètre .14
4.6.1 Principe .14
4.6.2 Matériaux et réactifs .15
4.6.3 Appareillage, verrerie et matériel en plastique de laboratoire .15
4.6.4 Mode opératoire .15
4.7 Microradiorespiromètre .16
4.7.1 Principe .16
4.7.2 Matériaux et réactifs .16
4.7.3 Appareillage et matériel de laboratoire en plastique.17
4.7.4 Mode opératoire .17
4.8 Respiromètre miniature.17
4.8.1 Principe .17
4.8.2 Matériaux et réactifs .18
4.8.3 Appareillage et matériel de laboratoire en plastique.18
4.8.4 Mode opératoire .19
5 Calcul et expression des résultats .19
5.1 Pour les matériaux d’essai non marqués .19
5.2 Pour les matériaux d’essai marqués au 14C .20
6 Rapport d’essai .20
Bibliographie .21
© ISO 2017 – Tous droits réservés iii
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ISO 14239:2017(F)
Avant-propos
L’ISO (Organisation internationale de normalisation) et l’IEC (Commission électrotechnique
internationale) forment le système spécialisé de la normalisation mondiale. Les organismes
nationaux membres de l’ISO ou de l’IEC participent au développement de Normes internationales
par l’intermédiaire des comités techniques créés par l’organisation concernée afin de s’occuper des
domaines particuliers de l’activité technique. Les comités techniques de l’ISO et de l’IEC collaborent
dans des domaines d’intérêt commun. D’autres organisations internationales, gouvernementales et non
gouvernementales, en liaison avec l’ISO et l’IEC, participent également aux travaux. Dans le domaine
des technologies de l’information, l’ISO et l’IEC ont créé un comité technique mixte, l’ISO/IEC JTC 1.
Les procédures utilisées pour élaborer le présent document et celles destinées à sa mise à jour sont
décrites dans les Directives ISO/IEC, Partie 1. Il convient, en particulier de prendre note des différents
critères d’approbation requis pour les différents types de documents ISO. Le présent document a été
rédigé conformément aux règles de rédaction données dans les Directives ISO/IEC, Partie 2 (voir www
.iso .org/ directives).
L’attention est appelée sur le fait que certains des éléments du présent document peuvent faire l’objet
de droits de propriété intellectuelle ou de droits analogues. L’ISO et l’IEC ne sauraient être tenues pour
responsables de ne pas avoir identifié de tels droits de propriété et averti de leur existence. Les détails
concernant les références aux droits de propriété intellectuelle ou autres droits analogues identifiés
lors de l’élaboration du document sont indiqués dans l’Introduction et/ou dans la liste des déclarations
de brevets reçues par l’ISO (voir www .iso .org/ brevets).
Les appellations commerciales éventuellement mentionnées dans le présent document sont données
pour information, par souci de commodité, à l’intention des utilisateurs et ne sauraient constituer un
engagement.
Pour une explication de la nature volontaire des normes, la signification des termes et expressions
spécifiques de l’ISO liés à l’évaluation de la conformité, ou pour toute information au sujet de l’adhésion
de l’ISO aux principes de l’Organisation mondiale du commerce (OMC) concernant les obstacles
techniques au commerce (OTC), voir le lien suivant: http:// www .iso .org/ iso/ fr/ foreword .html.
Le présent document a été élaboré par le comité technique ISO/TC 190, Qualité du sol, sous-comité SC 4,
Méthodes biologiques.
Cette deuxième édition annule et remplace la première édition (ISO 14239:1997), qui a fait l’objet
d’une révision technique. Les principales modifications résident dans l’ajout de deux autres systèmes
d’incubation.
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ISO 14239:2017(F)
Introduction
Le présent document décrit des systèmes d’incubation permettant de déterminer la minéralisation de
composés organiques dans le sol sous conditions aérobies.
La minéralisation n’est que l’un des paramètres pouvant servir à l’évaluation de la biodégradation
des composés organiques dans le sol. Le fait que la minéralisation ne soit pas complète ne signifie pas
nécessairement que le matériau d’essai ne soit pas biodégradable. Les bilans de masse réalisés pour
déterminer la production de métabolites, associés aux études de minéralisation, fournissent une
évaluation complète de la biodégradation.
Il est essentiel que le présent document soit utilisé conjointement avec l’ISO 11266, qui donne des
préconisations générales concernant les informations nécessaires à l’évaluation du potentiel de
dégradation d’un composé organique dans le sol.
En fonction de l’objectif de l’étude, on peut utiliser un éventail de conditions d’incubation, décrites ci-
dessous, ainsi que différentes méthodes d’analyse.
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NORME INTERNATIONALE ISO 14239:2017(F)
Qualité du sol — Systèmes d’incubation de laboratoire
destinés à la mesure de la minéralisation de produits
chimiques organiques dans le sol en conditions aérobies
AVERTISSEMENT — Les méthodes décrites dans le présent document utilisent plusieurs
matériaux de nature dangereuse. Leur manipulation et leur élimination nécessitent des
précautions particulières; il convient notamment de se conformer à toutes les réglementations
nationales applicables.
1 Domaine d’application
Le présent document définit six systèmes d’incubation appropriés permettant de mesurer les vitesses
et l’étendue de la minéralisation de composés organiques dans le sol par mesurage du dégagement
de dioxyde de carbone (CO ). Tous les systèmes d’incubation peuvent être utilisés avec des composés
2
solubles ou insolubles, mais le choix du système dépend des objectifs globaux de l’étude.
Le présent document ne s’applique pas à l’utilisation desdits systèmes pour les bilans de masse, qui sont
souvent spécifiques de la substance d’essai.
2 Références normatives
Les documents ci-après, dans leur intégralité ou non, sont des références normatives indispensables à
l’application du présent document. Pour les références datées, seule l’édition citée s’applique. Pour les
références non datées, la dernière édition du document de référence s’applique (y compris les éventuels
amendements).
ISO 11266, Qualité du sol — Lignes directrices relatives aux essais en laboratoire pour la biodégradation de
produits chimiques organiques dans le sol sous conditions aérobies
ISO 11269-2:2012, Qualité du sol — Détermination des effets des polluants sur la flore du sol — Partie 2:
Effets des sols contaminés sur l’émergence et la croissance des végétaux supérieurs
ISO 11274, Qualité du sol — Détermination de la caractéristique de la rétention en eau — Méthodes de
laboratoire
1)
ISO 18400-206 , Qualité du sol — Échantillonnage — Partie 206: Lignes directrices pour la collecte, la
manipulation et la conservation de sols destinés à l’évaluation de paramètres biologiques fonctionnels et
structurels en laboratoire
3 Termes et définitions
Aucun terme n’est défini dans le présent document.
L’ISO et l’IEC tiennent à jour des bases de données terminologiques destinées à être utilisées en
normalisation, consultables aux adresses suivantes:
— ISO Online browsing platform: disponible à l’adresse http:// www .iso .org/ obp
— IEC Electropedia: disponible à l’adresse http:// www .electropedia .org/
1) En cours d’élaboration. Stade au moment de la publication: ISO/DIS 18400-206:2017.
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ISO 14239:2017(F)
4 Méthodes
4.1 Exigences générales
Les modes opératoires suivants doivent être observés, quel que soit le système d’incubation choisi.
4.1.1 Prélèvement et caractérisation des sols
)
1
Les sols doivent être prélevés et manipulés conformément à l’ISO 18400-206 . Les sols doivent être
caractérisés conformément à l’ISO 11266.
4.1.2 Matériau d’essai
Le matériau d’essai doit être caractérisé conformément à l’ISO 11266.
4.1.3 Conditions d’incubation
À moins que des conditions différentes ne soient dictées par une raison particulière, l’incubation doit
être réalisée dans les conditions suivantes:
— température: (20 ± 2) °C;
— pression de l’eau interstitielle du sol: −0,01 MPa à −0,03 MPa (mesurée à ± 5 % près), déterminée
conformément à l’ISO 11274 (ou de 40 % à 60 % de la capacité de rétention d’eau (CRE) maximale
(mesurée à ± 5 % près) conformément à l’Annexe A de l’ISO 11269-2:2012)
— incubation: dans l’obscurité.
Il convient que les conditions d’incubation soient consignées dans le rapport d’essai. Si elles diffèrent
des conditions mentionnées ci-dessus, il convient de consigner également dans le rapport d’essai les
raisons de leur modification.
Une température de (20 ± 2) °C a été choisie comme valeur standard à des fins de comparaison et
parce qu’elle donne des résultats relativement rapides. Des températures hors de cette plage peuvent
être utilisées si elles sont plus appropriées (par exemple, en raison de conditions locales, de manque
d’équipement réfrigéré).
4.2 Choix de systèmes d’incubation
L’un des six systèmes d’incubation décrits dans le présent document doit être utilisé:
— le système à renouvellement continu (4.3);
— le système avec colonne de chaux sodée (4.4);
— le système du biomètre (4.5);
— le radiorespiromètre (4.6);
— le microradiorespiromètre (4.7);
— le respiromètre miniature (4.8).
Les données les plus fiables concernant la minéralisation des substances chimiques organiques
proviennent d’expériences menées avec des composés radiomarqués.
La quantité de dioxyde de carbone (CO ) récupérée dans les six systèmes peut être mesurée en utilisant
2
14
des quantités connues de carbonate de calcium non marqué ou marqué au carbone 14 ( C) auxquelles
on ajoute une quantité d’acide chlorhydrique suffisante pour dissoudre totalement le carbonate de
calcium.
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Les principaux avantages et inconvénients des systèmes sont décrits dans le Tableau 1 ci-dessous.
Tableau 1 — Avantages et inconvénients des systèmes d’incubation
Dispositif Avantages Inconvénients
Système à renouvelle- — la quantité d’oxygène suffisante — les difficultés à obtenir des récupé-
ment continu pour les études de dégradation aéro- rations complètes lorsque les recherches
bie à long terme; portent sur des composés volatils mar-
14
qués au C;
— l’utilisation de verrerie courante
de laboratoire; — la sensibilité du système aux fuites.
— la mesure possible du CO non
2
14
marqué (titrage), du CO (comp-
2
tage à scintillation liquide) et/ou
14
des produits volatils marqués au C
(comptage à scintillation liquide).
14
Système avec colonne de — l’oxygène en quantité non limi- — la nécessité de libérer le CO piégé
2
chaux sodée tante pour les études de dégradation à dans la chaux sodée et de le ré-adsorber
long terme; dans un liquide pour le comptage à scin-
tillation liquide ;
— l’utilisation de verrerie courante
de laboratoire; — la nécessité d’ajuster la teneur en eau
des sols au moins une fois par mois.
— le faible encombrement;
— l’adaptation possible, sans modi-
fication, pour une utilisation avec
des sédiments aérobies immobiles ou
agités, des cultures pures de micro-
organismes, des cultures cellulaires
d’algues ou de végétaux;
— le déroulement sans problème de
l’incubation dans différentes condi-
tions environnementales;
— la récupération totale de la
radioactivité appliquée dans les bilans
de masse à court ou à long terme.
Système du biomètre — le faible encombrement; — le caractère peu approprié du système
pour l’incubation à long terme en raison
— l’adaptation possible, sans modi-
de la limitation en air disponible et de la
fication, pour une utilisation avec
réduction de la pression partielle d’oxy-
des cultures de sédiments aérobies
gène dans l’enceinte pendant l’incubation;
immobiles;
— la nécessité d’utiliser une verrerie
— les cultures pures de micro-orga-
spéciale.
nismes ou d’algues;
— le déroulement sans problème de
l’incubation dans différentes condi-
tions environnementales; la facilité
de mesurage du CO non radioactif
2
14
(titrage), du CO (comptage à scintil-
2
lation liquide) ou des produits volatils
14
marqués au C (comptage à scintilla-
tion liquide).
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Tableau 1 (suite)
Dispositif Avantages Inconvénients
Radiorespiromètre — l’utilisation de verrerie courante — la nécessité de remplacer régulière-
de laboratoire; ment les pièges contenant NaOH par de
nouveaux (afin d’éviter leur saturation);
— la facilité de mise en place;
— la nécessité d’ajuster la teneur en
— le faible encombrement;
eau des sols au moins une fois toutes les
— l’adaptation possible à des sédi- 2 semaines.
ments aérobies immobiles ou agités
ou à des cultures pures de micro-or-
ganismes;
— une récupération satisfaisante
de la radioactivité appliquée pour le
bilan de masse.
Microradiorespiromètre — l’utilisation d’une microplaque à — le caractère peu approprié du dispo-
24 puits; sitif pour l’incubation à long terme;
— la facilité de mise en place; — l’insuffisance de bilans massiques des
14
sols avec marquage au C;
— le très faible encombrement;
— la nécessité de disposer de cinq à
— le débit d’analyse relativement
dix échantillons biologiques répétés
élevé.
pour tenir compte de la variabilité de la
mesure due à la quantité relativement
réduite de sol analysée;
14
— la difficulté de comptage du CO au
2
moyen d’un scanner d’imagerie à plaque
radiosensible ou d’une autoradiographie
classique.
Respiromètre miniature — pas besoin de composé radiomar- — la nécessité d’avoir recours à la mi-
14
qué au C; cro-chromatographie en phase gazeuse
13
pour mesurer la production de CO et
2
— l’aptitude à estimer la minéralisa-
à la chromatographie en phase gazeuse-
tion de différents types de substrats
spectrométrie de masse isotopique
13
marqués au C dans des échantillons
(CG-IRMS) pour estimer sa signature
de sol de petite taille;
isotopique;
— la possibilité d’analyser des
— le caractère peu approprié du dis-
caractéristiques fonctionnelles et
positif pour l’incubation à long terme en
moléculaires sur les mêmes micro-
raison du manque d’oxygène dû à l’incu-
échantillons.
bation du sol dans un dispositif étanche
à l’air.
4.3 Système à renouvellement continu
4.3.1 Principe
Cette méthode permet de déterminer la dissipation et/ou le métabolisme de matériaux d’essai non
14
radioactifs ou marqués au C dans le sol. De l’air exempt de CO est aspiré à travers le récipient
2
d’incubation contenant les échantillons de sol traités. Le CO et les composés organiques volatils se
2
dégageant du sol sont piégés dans une série de pièges d’absorption (voir Figure 1).
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Légende
1 dispositif de surveillance du renouvellement continu 8 échantillon
2 vanne permettant de maintenir une légère pression 9 enceinte d’incubation
3 réservoir 10 pompe
4 flacon de lavage 11 collecteur
5 unité d’incubation 12 robinet de régulation du renouvellement continu
6 robinet 13 pièges d’absorption
a
7 tableau de distribution Alimentation en gaz.
Figure 1 — Exemple de système d’incubation à renouvellement continu
4.3.2 Matériaux et réactifs
Des réactifs de qualité analytique reconnue doivent être utilisés.
4.3.2.1 Source d’air exempt de CO (par exemple, obtenu en faisant passer l’air à travers une solution
2
14
aqueuse fortement alcaline. Pour les études menées avec des composés marqués au C, il n’est pas
2
nécessaire d’éliminer le CO de l’air, sauf en cas de risque de saturation des pièges à CO .
2
4.3.2.2 Éthylène glycol ou ester méthylique d’éthylène glycol, pour l’absorption des composés
organiques volatils.
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3
4.3.2.3 Piège en mousse de polyuréthane, d’une masse volumique de 16 kg/m , pour l’absorption
des composés organiques volatils.
4.3.2.4 Acide sulfurique, c(H SO ) = 0,5 mol/l, pour l’absorption des composés alcalins volatils.
2 4
4.3.2.5 Solution d’hydroxyde de sodium ou de potassium, c(KOH) [ou (NaOH)] = 0,1 mol/l à
2)
14
0,5 mol/l, pour l’absorption du CO non radioactif; ou cocktail de scintillation pour l’absorption du CO .
2 2
AVERTISSEMENT — Si le cocktail de scintillation sert de piège, des amines et des solvants
organiques volatils peuvent s’accumuler à des concentrations toxiques, entraînant un danger
d’explosion. Il est donc essentiel que la zone de travail soit bien ventilée.
3)
14
4.3.2.6 Cocktails de scintillation pour la détermination du CO dans les pièges alcalins .
2
4.3.3 Appareillage et verrerie
4.3.3.1 Compteur à scintillation liquide
4.3.3.2 Flacons de scintillation.
4.3.3.3 Incubateur ou pièce thermorégulé(e) (±2 °C).
3
4.3.3.4 Pompe à membrane (débit d’environ 2,8 m /h).
4.3.3.5 Débitmètre.
4.3.3.6 Vannes de restriction du débit.
4.3.3.7 Boîtes en verre pour le système I, par exemple, sol humide (équivalant à 50 g de masse sèche):
— 5 cm de diamètre, 5 cm de hauteur – pour des échantillons équivalant à 50 g de sol séché à l’air;
— 9,5 cm de diamètre, 5 cm de hauteur – pour des échantillons équivalant à 300 g de sol séché à l’air.
4.3.3.8 Fiole Erlenmeyer (250 ml) pour le système II
4.3.3.9 Flacons de lavage du gaz (100 ml) pour les pièges d’absorption
4.3.3.10 Flacons de lavage du gaz (200 ml à 500 ml) pour l’humidification de l’air.
4.3.4 Mode opératoire
Choisir le système d’incubation I ou II décrit en 4.3.4.1 ou 4.3.4.2. Le système I convient mieux lorsqu’un
grand nombre d’échantillons doivent être incubés dans un espace limité; le système II requiert plus de
place mais peut être utilisé pour des expériences à petite échelle.
2) Carbosorb (Canberra Packard) et Oxisolve (Zinsser) sont des exemples de produits appropriés disponibles sur
le marché. Cette information est donnée à l’intention des utilisateurs du présent document et ne signifie nullement
que l’ISO approuve ou recommande l’emploi exclusif de ces produits.
3) Hionic fluor et Optifluor (Canberra Packard) sont des exemples de produits appropriés disponibles sur le
marché. Cette information est donnée à l’intention des utilisateurs du présent document et ne signifie nullement
que l’ISO approuve ou recommande l’emploi exclusif de ces produits.
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4.3.4.1 Système d’incubation I
Les échantillons de sol doivent être incubés dans des incubateurs ou des pièces thermorégulé(e)
s (4.3.3.3). Installer dans l’enceinte des unités d’incubation cylindriques pouvant être retirées
séparément (voir Figure 1). Les unités d’incubation doivent contenir des lots d’échantillons de sol dans
des boîtes en verre (4.3.3.7) (normalement, un lot d’incubation est constitué de 6 sous-échantillons).
Chaque unité d’incubation peut être aérée séparément.
Pour garantir des conditions aérobies, faire circuler un courant d’air exempt de CO (4.3.2.1) à débit
2
constant à travers chaque unité d’incubation au moyen d’une pompe à membrane (4.3.3.4).
4.3.4.2 Système d’incubation II
Incuber l’échantillon de sol dans une fiole en verre (par exemple, fiole Erlenmeyer) (4.3.3.8) dans une
pièce ou un incubateur thermorégulé(e) (4.3.3.3). Faire circuler un courant d’air exempt de CO (4.3.2.1)
2
à débit constant à travers la fiole.
4.3.4.3 Absorption des produits volatils
Pour les deux systèmes, humidifier l’air exempt de CO passant sur les sols en le faisant buller dans
2
deux flacons de lavage du gaz (4.3.3.1) remplis à peu près à moitié d’eau déionisée acidifiée (environ
1 ml d’acide sulfurique concentré par litre d’eau). À l’aide des vannes de restriction du débit (4.3.3.6),
distribuer l’air saturé en eau dans les différentes unités d’incubation.
Établir un débit constant d’environ 0,1 l/min à travers chaque unité d’incubation; utiliser un
débitmètre (4.3.3.5) pour mesurer les débits.
Pour les deux systèmes, faire buller le gaz sortant dans un système d’absorption pour piéger les composés
parents volatilisés, les métabolites volatils et le CO en vue d’analyses ultérieures. Tous les raccordements
2
doivent être constitués de tuyaux en acier inoxydable ou en polytétrafluoroéthylène (PTFE). Quantifier
14
les éventuels composés marqués au C en procédant à un comptage à scintillation liquide, s’il y a lieu.
Le système d’absorption doit être composé:
— d’un flacon de lavage du gaz (4.3.3.9) rempli d’un réactif pour l’absorption des composés organiques
volatils (4.3.2.2 ou 4.3.2.3);
—
...
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