ISO 10993-6:2016
(Main)Biological evaluation of medical devices — Part 6: Tests for local effects after implantation
Biological evaluation of medical devices — Part 6: Tests for local effects after implantation
ISO 10993-6:2016 specifies test methods for the assessment of the local effects after implantation of biomaterials intended for use in medical devices. ISO 10993-6:2016 applies to materials that are - solid and non-absorbable, - non-solid, such as porous materials, liquids, gels, pastes, and particulates, and - degradable and/or absorbable, which may be solid or non-solid. The test sample is implanted into a site and animal species appropriate for the evaluation of the biological safety of the material. These implantation tests are not intended to evaluate or determine the performance of the test sample in terms of mechanical or functional loading. This part of ISO 10993 can also be applied to medical devices that are intended to be used topically in clinical indications where the surface or lining might have been breached, in order to evaluate local tissue responses. The local effects are evaluated by a comparison of the tissue response caused by a test sample to that caused by control materials used in medical devices whose clinical acceptability and biocompatibility characteristics have been established. The objective of the test methods is to characterize the history and evolution of the tissue response after implantation of a medical device/biomaterial including final integration or absorption/degradation of the material. In particular for degradable/absorbable materials, the degradation characteristics of the material and the resulting tissue response should be determined. ISO 10993-6:2016 does not deal with systemic toxicity, carcinogenicity, teratogenicity or mutagenicity. However, the long-term implantation studies intended for evaluation of local biological effects might provide insight into some of these properties. Systemic toxicity studies conducted by implantation might satisfy the requirements of this part of ISO 10993. When conducting combined studies for evaluating local effects and systemic effects, the requirements of both standards is to be fulfilled.
Évaluation biologique des dispositifs médicaux — Partie 6: Essais concernant les effets locaux après implantation
ISO 10993-6:2016 spécifie les méthodes d'essai pour l'évaluation des effets locaux après une implantation de biomatériaux destinés à être utilisés dans des dispositifs médicaux. ISO 10993-6:2016 s'applique aux matériaux qui sont - solides et non absorbables, - non solides, comme les matériaux poreux, liquides, en gel, pâteux et particulaires, et - dégradables et/ou absorbables, qui peuvent être solides ou non solides. L'échantillon d'essai est implanté dans un site et dans une espèce animale appropriés à l'évaluation de la sécurité biologique du matériau. Ces essais d'implantation ne sont pas destinés à évaluer ou à déterminer les performances de l'échantillon d'essai en matière de charge mécanique ou fonctionnelle. La présente partie de l'ISO 10993 peut également être appliquée à des dispositifs médicaux destinés à une utilisation topique dans des indications cliniques où la surface ou le revêtement pourrait perdre son intégrité, afin d'évaluer les réponses tissulaires locales. Les effets locaux sont évalués par comparaison de la réponse tissulaire induite par un échantillon d'essai avec celle induite par des matériaux de contrôle utilisés dans des dispositifs médicaux dont les caractéristiques d'acceptabilité clinique et de biocompatibilité ont été établies. L'objectif des méthodes d'essai est de caractériser l'historique et l'évolution de la réponse tissulaire après l'implantation d'un dispositif médical ou biomatériau, y compris l'intégration finale ou l'absorption/dégradation du matériau. Particulièrement pour les matériaux dégradables/absorbables, il convient de déterminer les caractéristiques de dégradation du matériau et la réponse tissulaire résultante. ISO 10993-6:2016 ne traite pas de la toxicité systémique, de la cancérogénicité, de la tératogénicité ou de la mutagénicité. Les études d'implantation à long terme destinées à l'évaluation des effets biologiques locaux pourraient, cependant, apporter des informations sur certaines de ces propriétés. Des études de toxicité systémique effectuées par implantation pourraient répondre aux exigences de la présente partie de l'ISO 10993. Lors de la réalisation d'études combinées pour l'évaluation des effets locaux et systémiques, les exigences des deux normes appliquées doivent être satisfaites.
General Information
Relations
Standards Content (Sample)
INTERNATIONAL ISO
STANDARD 10993-6
Third edition
2016-12-01
Biological evaluation of medical
devices —
Part 6:
Tests for local effects after
implantation
Évaluation biologique des dispositifs médicaux —
Partie 6: Essais concernant les effets locaux après implantation
Reference number
©
ISO 2016
© ISO 2016, Published in Switzerland
All rights reserved. Unless otherwise specified, no part of this publication may be reproduced or utilized otherwise in any form
or by any means, electronic or mechanical, including photocopying, or posting on the internet or an intranet, without prior
written permission. Permission can be requested from either ISO at the address below or ISO’s member body in the country of
the requester.
ISO copyright office
Ch. de Blandonnet 8 • CP 401
CH-1214 Vernier, Geneva, Switzerland
Tel. +41 22 749 01 11
Fax +41 22 749 09 47
copyright@iso.org
www.iso.org
ii © ISO 2016 – All rights reserved
Contents Page
Foreword .iv
1 Scope . 1
2 Normative references . 1
3 Terms and definitions . 2
4 Common provisions for implantation test methods . 2
5 Test methods, general aspects. 4
6 Test report . 9
6.1 General . 9
6.2 Test laboratory . 9
6.3 Implant samples . 9
6.4 Animals and implantation . 9
6.5 Retrieval and histological procedure .10
6.6 Macroscopic and microscopic evaluation .10
6.7 Final evaluation .10
Annex A (normative) Test methods for implantation in subcutaneous tissue .11
Annex B (normative) Test method for implantation in muscle .13
Annex C (normative) Test method for implantation in bone .15
Annex D (normative) Test method for implantation in brain tissue .18
Annex E (informative) Examples of evaluation of local biological effects after implantation .23
Bibliography .27
Foreword
ISO (the International Organization for Standardization) is a worldwide federation of national standards
bodies (ISO member bodies). The work of preparing International Standards is normally carried out
through ISO technical committees. Each member body interested in a subject for which a technical
committee has been established has the right to be represented on that committee. International
organizations, governmental and non-governmental, in liaison with ISO, also take part in the work.
ISO collaborates closely with the International Electrotechnical Commission (IEC) on all matters of
electrotechnical standardization.
The procedures used to develop this document and those intended for its further maintenance are
described in the ISO/IEC Directives, Part 1. In particular the different approval criteria needed for the
different types of ISO documents should be noted. This document was drafted in accordance with the
editorial rules of the ISO/IEC Directives, Part 2 (see www.iso.org/directives).
Attention is drawn to the possibility that some of the elements of this document may be the subject of
patent rights. ISO shall not be held responsible for identifying any or all such patent rights. Details of
any patent rights identified during the development of the document will be in the Introduction and/or
on the ISO list of patent declarations received (see www.iso.org/patents).
Any trade name used in this document is information given for the convenience of users and does not
constitute an endorsement.
For an explanation on the meaning of ISO specific terms and expressions related to conformity
assessment, as well as information about ISO’s adherence to the WTO principles in the Technical
Barriers to Trade (TBT) see the following URL: Foreword - Supplementary information
The committee responsible for this document is ISO/TC 194, Biological and clinical evaluation of medical
devices.
This third edition cancels and replaces the second edition (ISO 10993-6:2007), which has been
technically revised with the following changes:
a) addition of guidance on biological evaluation of absorbable medical devices;
b) new Annex D.
ISO 10993 consists of the following parts, under the general title Biological evaluation of medical devices:
— Part 1: Evaluation and testing within a risk management process
— Part 2: Animal welfare requirements
— Part 3: Tests for genotoxicity, carcinogenicity and reproductive toxicity
— Part 4: Selection of tests for interactions with blood
— Part 6: Tests for local effects after implantation
— Part 7: Ethylene oxide sterilization residuals
— Part 9: Framework for identification and quantification of potential degradation products
— Part 10: Tests for irritation and skin sensitization
— Part 11: Tests for systemic toxicity
— Part 12: Sample preparation and reference materials
— Part 13: Identification and quantification of degradation products from polymeric medical devices
— Part 14: Identification and quantification of degradation products from ceramics
iv © ISO 2016 – All rights reserved
— Part 15: Identification and quantification of degradation products from metals and alloys
— Part 16: Toxicokinetic study design for degradation products and leachables
— Part 17: Establishment of allowable limits for leachable substances
— Part 18: Chemical characterization of materials
— Part 19: Physico-chemical, morphological and topographical characterization of materials [Technical
specification]
— Part 20: Principles and methods for immunotoxicology testing of medical devices [Technical
specification]
— Part 33: Guidance on tests to evaluate genotoxicity — Supplement to ISO 10993-3 [Technical Report]
The following parts are under preparation:
— Part 5: Tests for in vitro cytotoxicity
INTERNATIONAL STANDARD ISO 10993-6:2016(E)
Biological evaluation of medical devices —
Part 6:
Tests for local effects after implantation
1 Scope
This part of ISO 10993 specifies test methods for the assessment of the local effects after implantation
of biomaterials intended for use in medical devices.
This part of ISO 10993 applies to materials that are
— solid and non-absorbable,
— non-solid, such as porous materials, liquids, gels, pastes, and particulates, and
— degradable and/or absorbable, which may be solid or non-solid.
The test sample is implanted into a site and animal species appropriate for the evaluation of the
biological safety of the material. These implantation tests are not intended to evaluate or determine the
performance of the test sample in terms of mechanical or functional loading. This part of ISO 10993 can
also be applied to medical devices that are intended to be used topically in clinical indications where
the surface or lining might have been breached, in order to evaluate local tissue responses.
The local effects are evaluated by a comparison of the tissue response caused by a test sample to that
caused by control materials used in medical devices whose clinical acceptability and biocompatibility
characteristics have been established. The objective of the test methods is to characterize the history
and evolution of the tissue response after implantation of a medical device/biomaterial including
final integration or absorption/degradation of the material. In particular for degradable/absorbable
materials, the degradation characteristics of the material and the resulting tissue response should be
determined.
This part of ISO 10993 does not deal with systemic toxicity, carcinogenicity, teratogenicity or
mutagenicity. However, the long-term implantation studies intended for evaluation of local biological
effects might provide insight into some of these properties. Systemic toxicity studies conducted by
implantation might satisfy the requirements of this part of ISO 10993. When conducting combined
studies for evaluating local effects and systemic effects, the requirements of both standards is to be
fulfilled.
2 Normative references
The following documents, in whole or in part, are normatively referenced in this document and are
indispensable for its application. For dated references, only the edition cited applies. For undated
references, the latest edition of the referenced document (including any amendments) applies.
ISO 10993-1, Biological evaluation of medical devices — Part 1: Evaluation and testing within a risk
management process
ISO 10993-2, Biological evaluation of medical devices — Part 2: Animal welfare requirements
ISO 10993-4, Biological evaluation of medical devices — Part 4: Selection of tests for interactions with blood
ISO 10993-12, Biological evaluation of medical devices — Part 12: Sample preparation and reference
materials
ISO 10993-16, Biological evaluation of medical devices — Part 16: Toxicokinetic study design for
degradation products and leachables
3 Terms and definitions
For the purposes of this document, the terms and definitions given in ISO 10993-1, ISO 10993-2,
ISO 10993-12, ISO 10993-16 and the following apply.
3.1
absorb/absorption
action of a non-endogenous (foreign) material or substance, or its decomposition products passing
through or being assimilated by cells and/or tissue over time
3.2
degradation
decomposition of a material
[SOURCE: ISO 10993-9:2009, 3.1]
3.3
degradation product
any intermediate or final by-product which results from the physical, metabolic, and/or chemical
decomposition of a material or substance
[SOURCE: ISO/TR 37137:2014, 2.2, modified]
3.4
degrade
to physically, metabolically, and/or chemically decompose a material or substance
[SOURCE: ISO/TR 37137:2014, 2.3]
3.5
biomaterial
material or substance intended to interface with biological systems to evaluate, treat, augment or
replace any tissue, organ or function of the body.
[SOURCE: European Society Biomaterials Conference II]
4 Common provisions for implantation test methods
4.1 General
It is important that the study be planned in sufficient detail such that all relevant information can be
extracted from the use of each animal and each study (see ISO 10993-2, ISO 10993-11 and ISO 10993-16).
All animal studies shall be performed in a facility approved by a nationally recognized organization and
in accordance with all appropriate regulations dealing with laboratory animal welfare to comply with
the requirements of ISO 10993-2. These studies shall be performed under good laboratory practices or
other recognized, quality assurance systems.
The provisions of this Clause shall apply to the test methods specified in Annex A, Annex B, Annex C,
and Annex D.
4.2 Preparation of samples for implantation
4.2.1 Test sample and reference or control material preparation shall be in accordance with ISO 10993-
12. The implant size and shape shall be documented and justified. Test samples for various implant sites
are described in Annex A, Annex B, Annex C, and Annex D. Physical characteristics (such as form, density,
2 © ISO 2016 – All rights reserved
hardness, surface) can influence the character of the tissue response to the test material and shall be
recorded and taken into account when the response is characterized. Control articles should be matched
as closely as reasonably possible for physical characteristics.
4.2.2 Each implant shall be manufactured, processed, cleaned of contaminants, and sterilized by the
method intended for the final product and this shall be confirmed in the study documentation. After final
preparation and sterilization, the implant samples shall be handled aseptically and in such a way as to
ensure that they are not damaged or contaminated in any way prior to or during implantation.
4.2.3 For materials used as scaffolds for tissue-engineered medical products, it may be appropriate
not to use the final preparation pre-populated with cells and/or proteins, as the immune reaction of the
animal to the cellular/protein components of such products and the reaction of the cells to the animal
may interfere with the resulting local tissue response, making it difficult to interpret.
4.2.4 For composite materials (e.g. bone cements, dental materials), the components may be mixed
before use and allowed to set before implantation. For multicomponent materials designed to be cured
prior to placement, the components may be mixed before use and allowed to set before implantation.
However, materials that are designed to polymerize in situ (e.g. bone cements, many dental materials)
shall be introduced in a manner such that in situ polymerization occurs. The procedure used shall be
documented and justified
4.2.5 Non-solid materials (including powders) may be contained in open-ended cylindrical tubes for
the purpose of testing for local effects after implantation (see ISO 10993-12 for the selection of materials
for tubes). Prepare the test material according to the manufacturer’s instructions and insert the material
into the tube until level with the end, taking care not to contaminate the outer surface of the tube with the
test material. If contamination occurs, the sample shall not be implanted. Avoid entrapment of air in the
tube and ensure that the end surfaces of the inserted material in the tube and the tube ends are smooth.
Polyethylene (PE), polypropylene (PP), or polytetrafluoroethylene (PTFE) tubes are commonly used
for this purpose. PE tubes can be deformed by autoclaving.
4.2.6 Evaluation shall be performed by comparing the tissue reaction to that of a similar
sample/material whose clinical acceptability and biocompatibility characteristics have been established.
NOTE For further guidance, see ISO 10993-12.
4.2.7 The physical characteristics such as shape, and especially the surface condition of the control(s),
shall be as similar to that of the implant test samples as is practical, with any deviations being explained
and justified. When the test material is contained in a tube, the control shall be of the same material as
the tube and have the same diameter as the outer diameter of the tube. The choice of the control rod or
tube shall be documented and justified.
4.2.8 For implantation studies, the amount or size of the test and control article shall be documented.
4.3 Study design
For devices comprising/composed of two or more different materials, the test articles should be of
similar composition or multiple implants may be needed, e.g. if a device is made of HDPE and titanium
then the test article should be made of HDPE and titanium.
5 Test methods, general aspects
5.1 Tissue and implantation site
5.1.1 The test sample shall be implanted into the tissues most relevant to the intended clinical use of
the material. The justification for the choice of sample numbers, tissue and implantation sites shall be
documented. Test methods for various implantation sites are given in Annex A, Annex B, Annex C, and
Annex D. If other implantation sites are chosen, the general scientific principles behind the test methods
described in Annex A, Annex B, Annex C, and Annex D shall still be adhered to and the justification
provided.
NOTE For some devices, there are vertical standards prescribing specific implant studies to evaluate local
[47] [12]
tissue responses, e.g. intraocular lens implant and dental usage tests . These studies can be used to satisfy
the requirements in ISO 10993-6.
5.1.2 For absorbable materials, the implantation site shall be marked in a manner suitable for
identification of the site at the end of the designated time periods. The use of a non-invasive permanent
skin marker and/or a template marking the placement of the sample is recommended for short-term
study intervals only. In most circumstances, a location marker comprised of an appropriate non-
absorbable negative control (e.g. HDPE 1 mm by 2 mm by 5 mm, PP suture, gold band, clips) may be used
to identify the location of the implant site. These location markers can be removed without inducing
artefacts to the test article-tissue interface prior to histology processing.
Exceptionally, a sham surgical procedure might be used to evaluate the impact of the procedure on the
tissue involved; in these cases, the specific justification shall be provided.
5.2 Animals
5.2.1 All aspects of animal care and accommodation shall be in accordance with ISO 10993-2. In
general, small laboratory animals such as mice, rats, hamsters, or rabbits are preferred.
5.2.2 The use of larger animals may be justified based upon special scientific considerations of the
particular biomaterial under study, or if needed to accommodate implant size, with whole device testing.
5.2.3 Select an animal species in line with the principles set out in ISO 10993-2, giving due consideration
to the size of the implant test samples, the number of implants per animal, the intended duration of the
test in relation to the expected lifespan of the animals, as well as potential species’ differences regarding
biological response.
5.2.4 For short-term testing, animals such as rodents or rabbits are commonly used. For long-term
testing, animals such as rodents, rabbits, dogs, sheep, goats, pigs, and other animals with a relatively long
life expectancy are suitable.
5.2.5 Before starting an animal study with degradable materials, relevant information from in vitro
degradation studies should be considered. For absorbable materials, a pilot study in rodents may be
considered to determine the expected rate of degradation before embarking on studies on larger animals.
5.2.6 The samples of test and control materials shall be implanted under the same conditions in
animals of the same species and of the same age, sex, and strain in corresponding anatomical sites.
The number and size of implants inserted into an animal depends on the size of the species and the
anatomical location. Whenever possible, the reference control and the test samples should be implanted
into the same animal.
4 © ISO 2016 – All rights reserved
5.2.7 However, when a neuroimplantation study (see Annex D) is conducted or when the local effects
after implantation are investigated as part of a systemic toxicity study by implantation, control and test
samples shall not be placed in the same animal.
5.3 Test periods
5.3.1 The test period shall be determined by the likely clinical exposure time or be continued until or
beyond when a steady-state with respect to the biological response has been reached. The time points
selected shall be explained and justified.
5.3.2 For non-absorbable materials, the short-term responses are normally assessed from 1 week
up to 4 weeks and the long-term responses in tests exceeding 12 weeks. The local biological response
to implanted materials depends both on the properties of the materials and on the response to the
associated trauma of surgery. The tissue configuration in the vicinity of an implant changes with the
time elapsed after surgery. During the first two weeks after implantation, the reaction due to the surgical
procedure itself may be difficult to distinguish from the tissue reaction evoked by the implant. In muscle
and connective tissue, depending on the species, and the severity of the surgical trauma, a steady-state
is seen in the cell population after 9 weeks to 12 weeks. Implantation in bone tissue may need longer
observation periods before a steady-state is reached.
5.3.3 For absorbable materials, the test period shall be related to the estimated degradation time of
the test product at a clinically relevant implantation site. When determining the time points for sample
evaluation, an estimation of the degradation time shall be made. This can be accomplished in vitro by
real-time or accelerated degradation studies or in certain circumstances by mathematical modelling. In
general, study duration should extend up to or beyond the point of complete absorption. The evaluation
period for absorbable materials will depend in part on the degradation rate of the materials. Study
intervals should span a significant portion of the degradation time frame for the implant, and shall
include, as a minimum, the following time points:
a) early time frame (where there is no or minimal degradation) — For absorbable materials, usually a
study interval of between 1 week and 2 weeks post-implantation should be used to assess the early
tissue response.
b) mid time frame (when degradation is taking place) — Subsequent study intervals for absorbable
devices should be guided by the degradation profile of the specific absorbable material. The target
interval should allow assessment of histological response when the tissue response is expected
to be most pronounced (e.g. substantial structural disruption and/or fragmentation of the device
is most likely to occur). Implants with longer-term degradation profiles may require multiple
assessment time points, with intervals targeted in accordance with the expected pattern of
degradation.
When a device with multiple materials with differing absorption rates is implanted, implant
intervals reflecting the degradation profile of those components should be included.
c) late time frame (when the implant is essentially absorbed) — This interval is targeted to observe
when minimal amounts of the absorbable component remain at the implant site.
Gross and microscopic evaluation after complete implant absorption is highly desirable. However,
in the absence of complete absorption, the overall data collected should be sufficient to allow
characterization of the local effects after implantation if:
— the affected tissue’s response, structure, and function have achieved an acceptable steady-state
condition, and
— the absorbable material and/or its degradation products are in a state of limited visually-
identifiable presence.
NOTE In vivo degradation can occur over a long period of time, sometimes more than one year.
Additional animals to extend the observation period (intervals “to-be-determined” group) can be beneficial
if the implant has not been completely absorbed within the expected investigational time period and cannot
be observed microscopically.
In those situations when the material is not fully absorbed within the late time frame, an appropriate
scientific justification can be included for ending the study and the estimated percentage (%) of
remaining absorbable material should be reported.
Long term studies that span a significant portion of the degradation time frame for the implant are
recommended. Implantation of in vitro pre-degraded material (for instance, up to 50 % weight loss
or 50 % loss of mechanical strength) may be considered on a case-by-case basis in order to more
rapidly observe late stage events after implantation. However, these studies do not replace studies
that characterize the real-time in vivo degradation profile of the absorbable device.
5.3.4 Characterization of an absorbable device’s degradation process may not be applicable to the
evaluation of the local effects of the same absorbable material when used in combination: with a drug as
carrier for drug release, a scaffold for tissue-engineered medical products, or a surface coating for non-
absorbable implants. Since combinations of devices with drugs and/or cells can introduce new issues,
the appropriate regulatory authorities should be consulted regarding study designs for absorbable
combination products.
5.3.5 Although this part of ISO 10993 does not address the issues of systemic toxicity given in
ISO 10993-11, it is recommended that the information required to meet this part of ISO 10993 be
obtained from any systemic toxicity studies using implantation.
5.3.6 For long-term studies, generally accepted observation periods for non-absorbable biomaterials
are given in Table 1. Animals should be humanely sacrificed at each time point, in line with ISO 10993-2.
Serial harvest under general anaesthesia with recovery may be acceptable under special circumstances,
which shall be documented and justified.
Table 1 — Possible test periods for long-term implantation of biomaterials
a
Implantation period in weeks
Species
13 26 52 78 104
Mice X X X — —
Rats X X X — —
Guinea-pigs X X X — —
Rabbits X X X X X
Dogs X X X X X
Sheep X X X X X
Goats X X X X X
Pigs X X X X X
a
These implantation periods are commonly used; however, other periods may be applicable
based on the specific characteristics of the test material. Depending on the intended use of the
test material, not all implantation periods may be necessary.
5.4 Surgery and testing conditions
5.4.1 Surgery shall be performed under general anaesthesia. If another type of anaesthesia is used,
this shall be justified and shall be in compliance with ISO 10993-2. The specific insertion or implantation
procedures for subcutaneous, intramuscular, bone or neural implantation are described in Annex A,
Annex B, Annex C, and Annex D, respectively.
6 © ISO 2016 – All rights reserved
5.4.2 The number of implants per animal and the number of animals per observation period are
described in Annex A, Annex B, Annex C, and Annex D. A sufficient number of test and control samples
shall be implanted to ensure that the final number of samples to be evaluated will give valid results.
5.4.3 The surgical technique may profoundly influence the result of any implantation procedure.
Surgery shall be carried out under aseptic conditions and in a manner that minimizes trauma at the
implant site. Remove the hair from the surgical area by clipping, shaving, or other mechanical means.
Disinfect the exposed area of skin with an appropriate antiseptic. Ensure that the implants or wound
surfaces do not come in contact with the hair. After surgery close the wound using either sutures or
wound clips, taking precautions to maintain aseptic conditions. Use of antibiotics should be justified.
5.4.4 The health of the animals shall be observed and recorded at regular intervals during the study.
Following surgery, each animal shall be observed at appropriate intervals during the test period, and any
abnormal findings shall be recorded, including local, systemic, and behavioural abnormalities, and their
potential influence on the results obtained described in the test reports.
5.4.5 Body-mass measurements should be taken at appropriate intervals. The use of post-operative
analgesics shall be in line with the requirements of ISO 10993-2.
5.4.6 At the end of the experimental period, euthanize the animals with an overdose of anaesthetic or
by some other humane method in line with the principles set out in ISO 10993-2.
5.5 Evaluation
5.5.1 General
Evaluate the biological response by documenting the macroscopic and histopathological responses as
a function of time. Compare the responses to the test sample to the responses obtained at the control
sample or sham operated sites.
NOTE Examples of grading systems are given in Annex E and in the Bibliography.
Carry out comparison of the control and test implants at equivalent locations relative to each implant,
so that the effect of relative motion between the tissue and implant is at a minimum.
For a cylindrical sample, this region is midway between its ends. With grooved cylindrical implants, the
centre portions between the grooves, as well as the flat top end surfaces of the implant are suitable for
evaluation.
For each of the implant intervals, a sufficient number of samples shall be evaluated as defined in
Annex A, Annex B, Annex C, and Annex D. These samples shall be obtained from at least three different
animals.
In exceptional circumstances, where less than the original number of implanted sites are available for
evaluation, or in cases of animal loss, the evaluating pathologist may determine if the number of sites
are uniform in their response, such that an accurate overall evaluation can be made.
5.5.2 Macroscopic assessment
Each implant site shall be examined for alterations of the normal structure. This should include
[32]
assessment of the regional draining lymph nodes . Use of a lens with low magnification is
recommended. Record the nature and extent of any tissue reaction observed, such as haematoma,
oedema, encapsulation, and/or additional gross findings. Record the presence, form, and location of the
implant, including possible remnants of degradable materials. The use of colour macro photography
can be useful for documentation.
In addition to the inspection of the implant site, whenever an animal has shown signs of ill health or
reactions to the implant, a gross necropsy shall be conducted.
5.5.3 Implant retrieval and tissue sample collection
After the animal has been humanely euthanized, excise the implant site together with sufficient
unaffected surrounding tissue (2 mm to 5 mm) to enable evaluation of the local histopathological
response. If the candidate material is not evident at the site examined (absorbable materials), extend
the explantation site to include several millimetres of normal tissue on all sides of the expected implant
site. Chemical fixation of the implant site containing the test and/or control material may be done at this
stage. Chemical fixation in 10 % formalin solution is suitable for most materials and stains. Fixation for
24 h to 72 h is reasonable depending on tissue sample size. Once chemically fixed, hard materials, like
metals or dense plastics can be carefully removed from the peri-implant capsule. The capsule marks
the implant cavity. Some soft materials may be able to be trimmed and left in situ for processing and
sectioning under paraffin microtomy. This can be preferable if the materials are porous and there is
tissue ingrowth over time.
For non-degradable implants, draining lymph nodes should be collected as indicated by the gross
pathology. For degradable implants, draining lymph nodes should be collected, when feasible, as
evaluation of draining lymph nodes is important to demonstrate migration of degradable materials.
NOTE 1 It is recognized that it is not always possible to locate the draining lymph nodes of all samples.
If indicated by ill health, and gross pathology, or by experimental design to assess systemic toxicity,
other organs shall be collected as appropriate.
Process the excised tissue samples according to appropriate procedures needed for histological
evaluation, including fixation, excision, embedding, sectioning, and staining. If appropriate, record the
orientation of the implant, number of sections, section thickness, and cutting geometry.
When conventional techniques (paraffin embedding) are used, the tissue envelope may be opened
before or after exposure to a fixative and the condition of the implant surface and tissue bed shall
be reported. Take care not to destroy the implant/tissue interface if the envelope is opened on fresh
unfixed tissues. When the implant/tissue interface is to be studied in hard materials like metals or dense
plastics, embedding of the intact tissue envelope with the implant in situ using hard plastics instead of
paraffin is preferred; appropriate sectioning or grinding techniques are used for the preparation of
histological sections.
When the tissues or implants cannot be sectioned in paraffin, other embedding/sectioning techniques
(e.g. plastic embedding) may be necessary for tissue/implant interface evaluation. If embedding
techniques alter the tissue/implant interface, any observations at the interface shall be documented.
NOTE 2 For “soft” implants in soft tissues, processing of the tissue samples can be performed without
removing the implant.
5.5.4 Microscopic assessment
The scoring system used for the histological evaluation shall take into account the extent of the area
affected, either quantitatively (e.g. in micrometres) or semiquantitatively (see Annex E). The implant
orientation, number of sections and cutting geometry should be recorded.
The biological response parameters, which shall be assessed and recorded, include the following:
a) the extent of fibrosis/fibrous capsule; layer in micrometres or semiquantitatively (see Annex E)
and inflammation;
b) the degeneration as determined by changes in tissue morphology;
c) the number and distribution as a function of distance from the material/tissue interface of the
inflammatory cell types, namely, polymorphonuclear cells, lymphocytes, plasma cells, eosinophils,
macrophages, and multinucleated cells;
d) the presence and extent of necrosis;
8 © ISO 2016 – All rights reserved
e) other tissue alterations, such as vascularization, fatty infiltration, granuloma formation,
mineralization, and bone formation;
f) material parameters, such as fragmentation and/or debris presence, form and location of remnants
of degraded material;
g) the quality and quantity of tissue ingrowth, for porous and absorbable implant materials.
Histological responses, including any adverse findings, shall be documented. Photomicrographs can be
useful for documentation.
For degradable/absorbable materials, at the intermediate or nearly complete degradation levels, some
residual material of the degradable implant shall be present in the tissue samples examined. In addition,
for evaluation of the restoration to normal structure, representative areas of the implant site shall be
evaluated, as indicated by marker or template.
For implants in bone, the interface between the tissue and the material is of special interest. Evaluate
the area of bone contact and the amount of bone in the vicinity of the implant, as well as the presence
of intervening non-calcified tissues. The presence of bone resorption or new bone formation shall be
recorded.
In addition to the standard Hematoxylin and Eosin histopathology assessment, additional analysis is
recommended in the event of adverse histopathology findings (e.g. immune cell infiltration).
5.5.5 Evaluation of responses
Examples of quantitative scoring systems are given in References [25] and [26].
Examples of semiquantitative scoring systems are given in Annex E and in References [17], [18],
and [20].
In addition, examples of other scoring systems are included in the Bibliography.
6 Test report
6.1 General
The test report shall have sufficient detail to allow an independent assessment of the results. When
there is more than one device material, the pathologist should evaluate and report on each material
individually. The report shall include the items listed in 5.1 to 5.5. In addition, the following items shall
be reported.
6.2 Test laboratory
a) Name of the testing laboratory and the certifications of the laboratory.
b) Date, name, and signature of the person(s) responsible for the report.
6.3 Implant samples
a) Description of test and control materials, such as identification, surface condition, and the shape,
size, weight, and form of the implants.
b) The rationale for choice of control sample and the physical form of the material implanted shall
be given.
6.4 Animals and implantation
a) Species, strain, sex, age, and/or weight and origin shall be reported and justified.
b) Test conditions, including housing and diet shall be reported.
c) All animal welfare observations during the study shall be recorded and documented.
d) Insertion techniques, including the surgical procedure, anaesthesia and post-surgical analgesia,
and the location and number of implants per animal shall be recorded and reported.
e) Problems associated with implantation or explantation and all observations made during the study
shall be recorded.
6.5 Retrieval and histological procedure
a) The report shall include a description of the retrieval technique. The number of implants retrieved
per animal and per observation period shall be recorded.
b) Implant evaluation, including gross observations of implants, tissues, and organs, shall be
recorded. Techniques employed for the fixation and preparation of the histological sections shall be
described.
c) Methods and results of histological evaluation of implant site and any organs showing alterations
at necropsy, when indicated.
d) For absorbable materials, the report shall include, but not be limited to, a description of the degree
of degradation, including material characteristics at explant (free particles, fibre formation,
amorphous gel, crystallinity). Potentially relevant additional observations, such as molecular
weight changes and mass loss, should be considered if the implant can be removed without
damaging the implant/tissue interface.
e) When the ultimate goal of an implant is to result in tissue remodelling, evaluation of the formation
of the expected normal tissue at the site rather than complete degradation might be considered.
6.6 Macroscopic and microscopic evaluation
a) Macroscopic observations shall include the observations made on each implant as well as the
macroscopic appearance of the tissue surrounding the implant. When applicable, this shall include
observation of the draining lymph nodes, especially for absorbable materials.
b) The report shall include the results obtained from each histological examination and (statistical)
analysis when applied. When applicable, this shall include observation of the draining lymph nodes,
especially for absorbable materials.
6.7 Final evaluation
The report shall include a comparative evaluation of the local effects after implantation in terms of the
biological responses to test and control materials.
10 © ISO 2016 – All rights reserved
Annex A
(normative)
Test methods for implantation in subcutaneous tissue
A.1 Field of application
This test method is used for assessing the biological response of subcutaneous tissue to an implanted
material.
The study may be used to compare the effect of different surface textures or conditions of the same
material, or to assess the effect of various treatments or modifications of a material.
A.2 Principle
The biological response to implants of test samples is compared with the biological response to implants
of control samples. The control materials are those used in medical devices whose clinical acceptability
and biocompatibility characteristics have been established.
A.3 Test samples
Common provisions for the preparation of test and control samples are described in 4.2. Implant sizes
are based on the size of the test animal. The following shall be considered minimum dimensions.
a) When using discs, test samples of 10 mm to 12 mm in diameter and from 0,3 mm to 1,0 mm in
thickness.
NOTE The subcutaneous site, deep to the panniculus carnosa muscle, is particularly suitable for the
evaluation of polymeric sheet material. In an intramuscular site sheet, material may become folded, which
makes it difficult to assess the effect of the material per se.
b) When using rods and cylinders, test samples shall be 1,5 mm to 2 mm in diameter, 5 mm to 10 mm
in length and have rounded ends.
c) Non-solid samples (including powders) should be prepared in tubes 1,5 mm in diameter and 5 mm
in length (see 4.2). If appropriate, these materials may be implanted directly into the tissues.
However, a location marker is recommended for absorbable materials.
d) Other dimensions that are anatomically compatible may be utilized, when conducting implantation
tests in conjunction with systemic toxicity studies with clinically relevant samples.
A.4 Test animals and implant sites
The implants shall be inserted in the dorsal subcutaneous tissue of adult mice, rats, guinea-pigs, or
rabbits. Select one species among these in accordance with the provisions of ISO 10993-2.
Use at least three animals for each material and sufficient sites to yield a total of 10 tests and 10 control
samples for each material and implantation period. When multiple tissue samples are taken from a
single implant site, sections for histology shall be at least 1 cm apart.
Tissue samples to be evaluated for a material shall originate from at least three animals. A non-
absorbable control sample shall be evaluated at each time point. A single time control point is acceptable
provided an acceptable scientific justification is documented, which shall address the following:
— the control sample;
— the implantation duration;
— animal model;
— study protocol;
— the historical control data.
A.5 Implantation procedure
A.5.1 General
Select one of the procedures described in A.5.2 and A.5.3.
A.5.2 Implantation alongside dorsal midline
Make an incision in the skin and make one or more subcutaneous pockets by blunt dissection. The base
of the pocket shall be more than 10 mm from the line of incision. Place one implant in each pocket. The
implants shall not be able to touch one anot
...
NORME ISO
INTERNATIONALE 10993-6
Troisième édition
2016-12-01
Évaluation biologique des dispositifs
médicaux —
Partie 6:
Essais concernant les effets locaux
après implantation
Biological evaluation of medical devices —
Part 6: Tests for local effects after implantation
Numéro de référence
©
ISO 2016
DOCUMENT PROTÉGÉ PAR COPYRIGHT
© ISO 2016, Publié en Suisse
Droits de reproduction réservés. Sauf indication contraire, aucune partie de cette publication ne peut être reproduite ni utilisée
sous quelque forme que ce soit et par aucun procédé, électronique ou mécanique, y compris la photocopie, l’affichage sur
l’internet ou sur un Intranet, sans autorisation écrite préalable. Les demandes d’autorisation peuvent être adressées à l’ISO à
l’adresse ci-après ou au comité membre de l’ISO dans le pays du demandeur.
ISO copyright office
Ch. de Blandonnet 8 • CP 401
CH-1214 Vernier, Geneva, Switzerland
Tel. +41 22 749 01 11
Fax +41 22 749 09 47
copyright@iso.org
www.iso.org
ii © ISO 2016 – Tous droits réservés
Sommaire Page
Avant-propos .iv
1 Domaine d’application . 1
2 Références normatives . 1
3 Termes et définitions . 2
4 Dispositions communes concernant les méthodes d’essai d’implantation .2
5 Méthodes d’essai, aspects généraux . 4
6 Rapport d’essai .10
6.1 Généralités .10
6.2 Laboratoire d’essai .10
6.3 Échantillons à implanter.10
6.4 Animaux et implantation.10
6.5 Retrait et mode opératoire histologique.11
6.6 Évaluation macroscopique et microscopique .11
6.7 Évaluation finale .11
Annexe A (normative) Méthodes d’essai pour une implantation dans le tissu sous-cutané .12
Annexe B (normative) Méthode d’essai pour une implantation dans le tissu musculaire .15
Annexe C (normative) Méthode d’essai pour une implantation dans l’os .17
Annexe D (normative) Méthode d’essai pour une implantation dans le tissu cérébral .20
Annexe E (informative) Exemples d’évaluation des effets biologiques locaux après implantation 25
Bibliographie .28
Avant-propos
L’ISO (Organisation internationale de normalisation) est une fédération mondiale d’organismes
nationaux de normalisation (comités membres de l’ISO). L’élaboration des Normes internationales est
en général confiée aux comités techniques de l’ISO. Chaque comité membre intéressé par une étude
a le droit de faire partie du comité technique créé à cet effet. Les organisations internationales,
gouvernementales et non gouvernementales, en liaison avec l’ISO, participent également aux travaux.
L’ISO collabore étroitement avec la Commission électrotechnique internationale (IEC) en ce qui
concerne la normalisation électrotechnique.
Les procédures utilisées pour élaborer le présent document et celles destinées à sa mise à jour sont
décrites dans les Directives ISO/IEC, Partie 1. Il convient, en particulier, de prendre note des différents
critères d’approbation requis pour les différents types de documents ISO. Le présent document a été
rédigé conformément aux règles de rédaction données dans les Directives ISO/IEC, Partie 2 (voir www.
iso.org/directives).
L’attention est appelée sur le fait que certains des éléments du présent document peuvent faire l’objet de
droits de propriété intellectuelle ou de droits analogues. L’ISO ne saurait être tenue pour responsable
de ne pas avoir identifié de tels droits de propriété et averti de leur existence. Les détails concernant
les références aux droits de propriété intellectuelle ou autres droits analogues identifiés lors de
l’élaboration du document sont indiqués dans l’Introduction et/ou dans la liste des déclarations de
brevets reçues par l’ISO (voir www.iso.org/brevets).
Les appellations commerciales éventuellement mentionnées dans le présent document sont données
pour information, par souci de commodité, à l’intention des utilisateurs et ne sauraient constituer un
engagement.
Pour une explication de la signification des termes et expressions spécifiques de l’ISO liés à
l’évaluation de la conformité, ou pour toute information au sujet de l’adhésion de l’ISO aux principes
de l’OMC concernant les obstacles techniques au commerce (OTC), voir le lien suivant: Avant-propos —
Informations supplémentaires.
Le comité chargé de l’élaboration du présent document est l’ISO/TC 194, Évaluation biologique et clinique
des dispositifs médicaux.
Cette troisième édition annule et remplace la deuxième édition (ISO 10993-6:2007), qui a fait l’objet
d’une révision technique. Les modifications sont les suivantes:
a) préconisations supplémentaires concernant l’évaluation biologique des dispositifs médicaux
absorbables;
b) nouvelle Annexe D.
L’ISO 10993 comprend les parties suivantes, présentées sous le titre général Évaluation biologique des
dispositifs médicaux:
— Partie 1: Évaluation et essais au sein d’un processus de gestion du risque
— Partie 2: Exigences relatives à la protection des animaux
— Partie 3: Essais concernant la génotoxicité, la cancérogénicité et la toxicité sur la reproduction
— Partie 4: Choix des essais pour les interactions avec le sang
— Partie 6: Essais concernant les effets locaux après implantation
— Partie 7: Résidus de stérilisation à l’oxyde d’éthylène
— Partie 9: Cadre pour l’identification et la quantification des produits potentiels de dégradation
— Partie 10: Essais d’irritation et de sensibilisation cutanée
iv © ISO 2016 – Tous droits réservés
— Partie 11: Essais de toxicité systémique
— Partie 12: Préparation des échantillons et matériaux de référence
— Partie 13: Identification et quantification de produits de dégradation de dispositifs médicaux à base de
polymères
— Partie 14: Identification et quantification des produits de dégradation des céramiques
— Partie 15: Identification et quantification des produits de dégradation issus des métaux et alliages
— Partie 16: Conception des études toxicocinétiques des produits de dégradation et des substances
relargables
— Partie 17: Établissement des limites admissibles des substances relargables
— Partie 18: Caractérisation chimique des matériaux
— Partie 19: Caractérisations physicochimique, morphologique et topographique des matériaux
[Spécification technique]
— Partie 20: Principes et méthodes relatifs aux essais d’immunotoxicologie des dispositifs médicaux
[Spécification technique]
— Partie 33: Directives sur les essais pour évaluer la génotoxicité — Supplément à l’ISO 10993-3 [Rapport
technique]
La partie suivante est en cours d’élaboration:
— Partie 5: Essais concernant la cytotoxicité in vitro
NORME INTERNATIONALE ISO 10993-6:2016(F)
Évaluation biologique des dispositifs médicaux —
Partie 6:
Essais concernant les effets locaux après implantation
1 Domaine d’application
La présente partie de l’ISO 10993 spécifie les méthodes d’essai pour l’évaluation des effets locaux après
une implantation de biomatériaux destinés à être utilisés dans des dispositifs médicaux.
La présente partie de l’ISO 10993 s’applique aux matériaux qui sont
— solides et non absorbables,
— non solides, comme les matériaux poreux, liquides, en gel, pâteux et particulaires, et
— dégradables et/ou absorbables, qui peuvent être solides ou non solides.
L’échantillon d’essai est implanté dans un site et dans une espèce animale appropriés à l’évaluation
de la sécurité biologique du matériau. Ces essais d’implantation ne sont pas destinés à évaluer ou à
déterminer les performances de l’échantillon d’essai en matière de charge mécanique ou fonctionnelle.
La présente partie de l’ISO 10993 peut également être appliquée à des dispositifs médicaux destinés à
une utilisation topique dans des indications cliniques où la surface ou le revêtement pourrait perdre
son intégrité, afin d’évaluer les réponses tissulaires locales.
Les effets locaux sont évalués par comparaison de la réponse tissulaire induite par un échantillon
d’essai avec celle induite par des matériaux de contrôle utilisés dans des dispositifs médicaux dont les
caractéristiques d’acceptabilité clinique et de biocompatibilité ont été établies. L’objectif des méthodes
d’essai est de caractériser l’historique et l’évolution de la réponse tissulaire après l’implantation
d’un dispositif médical ou biomatériau, y compris l’intégration finale ou l’absorption/dégradation du
matériau. Particulièrement pour les matériaux dégradables/absorbables, il convient de déterminer les
caractéristiques de dégradation du matériau et la réponse tissulaire résultante.
La présente partie de l’ISO 10993 ne traite pas de la toxicité systémique, de la cancérogénicité, de la
tératogénicité ou de la mutagénicité. Les études d’implantation à long terme destinées à l’évaluation
des effets biologiques locaux pourraient, cependant, apporter des informations sur certaines de
ces propriétés. Des études de toxicité systémique effectuées par implantation pourraient répondre
aux exigences de la présente partie de l’ISO 10993. Lors de la réalisation d’études combinées pour
l’évaluation des effets locaux et systémiques, les exigences des deux normes appliquées doivent être
satisfaites.
2 Références normatives
Les documents ci-après, dans leur intégralité ou non, sont des références normatives indispensables à
l’application du présent document. Pour les références datées, seule l’édition citée s’applique. Pour les
références non datées, la dernière édition du document de référence s’applique (y compris les éventuels
amendements).
ISO 10993-1, Évaluation biologique des dispositifs médicaux — Partie 1: Évaluation et essais au sein d’un
processus de gestion du risque
ISO 10993-2, Évaluation biologique des dispositifs médicaux — Partie 2: Exigences relatives à la protection
des animaux
ISO 10993-4, Évaluation biologique des dispositifs médicaux — Partie 4: Choix des essais concernant les
interactions avec le sang
ISO 10993-12, Évaluation biologique des dispositifs médicaux — Partie 12: Préparation des échantillons et
matériaux de référence
ISO 10993-16, Évaluation biologique des dispositifs médicaux — Partie 16: Conception des études
toxicocinétiques des produits de dégradation et des substances relargables
3 Termes et définitions
Pour les besoins du présent document, les termes et définitions donnés dans l’ISO 10993-1, l’ISO 10993-2,
l’ISO 10993-12 et l’ISO 10993-16 ainsi que les suivants s’appliquent.
3.1
absorber/absorption
action d’un matériau ou d’une substance exogène (étrangère), ou de leurs produits de décomposition,
qui traversent des cellules et/ou un tissu, ou sont assimilés par ces derniers au cours du temps
3.2
dégradation
décomposition d’un matériau
[SOURCE: ISO 10993-9:2009, 3.1]
3.3
produit de dégradation
tout sous-produit intermédiaire ou final qui résulte de la décomposition physique, métabolique et/ou
chimique d’un matériau ou d’une substance
[SOURCE: ISO/TR 37137:2014, 2.2, modifié]
3.4
dégrader
décomposer un matériau ou une substance de manière physique, métabolique et/ou chimique
[SOURCE: ISO/TR 37137:2014, 2.3]
3.5
biomatériau
matériau ou substance destiné à être mis en contact avec des systèmes biologiques afin d’évaluer,
traiter, augmenter ou remplacer des tissus, organes ou fonctions de l’organisme
[SOURCE: deuxième congrès de la Société Européenne des Biomatériaux]
4 Dispositions communes concernant les méthodes d’essai d’implantation
4.1 Généralités
Il est important que la planification de l’étude soit suffisamment détaillée afin d’être en mesure de
tirer toutes les informations pertinentes de l’utilisation de chaque animal et de chaque étude (voir
l’ISO 10993-2, l’ISO 10993-11 et l’ISO 10993-16).
Toutes les études sur l’animal doivent être menées dans un établissement autorisé, par une instance
reconnue au niveau national et conformément à toutes les réglementations pertinentes relatives
au bien-être des animaux modèles utilisés, pour être conformes aux exigences de l’ISO 10993-2. Ces
études doivent être menées conformément aux bonnes pratiques de laboratoire ou à d’autres systèmes
d’assurance qualité reconnus.
2 © ISO 2016 – Tous droits réservés
Les dispositions du présent article doivent s’appliquer aux méthodes d’essai spécifiées dans les
Annexes A, B, C et D.
4.2 Préparation des échantillons pour l’implantation
4.2.1 La préparation de l’échantillon d’essai et du matériau de contrôle ou de référence doit être
conforme à l’ISO 1099312. La dimension et la forme de l’implant doivent être documentées et justifiées.
Les échantillons d’essai destinés aux divers sites d’implantation sont décrits dans les Annexes A, B, C et D.
Leurs caractéristiques physiques (comme la forme, la densité, la dureté et la surface) peuvent influencer
la réponse tissulaire au matériau d’essai; elles doivent donc être consignées et prises en compte pour la
caractérisation de la réponse. Il convient que les articles de contrôle correspondent aussi étroitement
que possible aux caractéristiques physiques.
4.2.2 Chaque implant doit être fabriqué, traité, débarrassé de tout agent contaminant et stérilisé
en suivant la méthode prévue pour le produit fini, ce qui doit être confirmé dans la documentation de
l’étude. Après la préparation et la stérilisation finales, les échantillons à implanter doivent être manipulés
aseptiquement et de manière à éviter tout endommagement et toute contamination avant et pendant
l’implantation.
4.2.3 Concernant les matériaux utilisés comme structure de support pour des produits médicaux
issus de l’ingénierie tissulaire, il peut être approprié de ne pas utiliser la préparation finale comportant
des cellules et/ou des protéines. En effet, la réaction immunitaire de l’animal aux composants
cellulaires/protéiniques de tels produits ainsi que la réaction des cellules à l’animal peuvent interférer
avec la réponse tissulaire locale résultante, rendant celle-ci difficile à interpréter.
4.2.4 Pour les matériaux composites (comme les ciments à os, les matériaux dentaires), les composants
peuvent être mélangés avant l’utilisation et implantés après le durcissement. Pour les matériaux
multicomposants conçus pour durcir avant d’être mis en place, les composants peuvent être mélangés
avant l’utilisation et implantés après le durcissement. Toutefois, les matériaux conçus pour polymériser
in situ (comme les ciments à os, de nombreux matériaux dentaires) doivent être implantés de manière
qu’ils polymérisent in situ. Le mode opératoire doit être documenté et justifié.
4.2.5 Les matériaux non solides (notamment les poudres) peuvent être contenus dans des tubes
cylindriques à extrémité ouverte pour les essais sur les effets locaux après implantation (voir l’ISO 10993-
12 pour le choix des matériaux pour le tube). Préparer le matériau d’essai conformément aux instructions
du fabricant et verser le matériau dans le tube jusqu’au niveau de l’extrémité du tube, en prenant soin de
ne pas contaminer la surface externe du tube avec le matériau d’essai. En cas de contamination, ne pas
implanter le tube. Éviter l’emprisonnement d’air dans le tube et s’assurer que la surface d’extrémité du
matériau introduit dans le tube et les extrémités du tube sont lisses.
Des tubes en polyéthylène (PE), en polypropylène (PP) ou en polytétrafluoréthylène (PTFE) sont
couramment utilisés à cet effet. Les tubes en PE peuvent se déformer à l’autoclavage.
4.2.6 L’évaluation doit être effectuée en comparant la réaction tissulaire à celle d’un
échantillon/matériau similaire dont l’acceptabilité clinique et les caractéristiques de biocompatibilité
ont été établies.
NOTE Voir l’ISO 10993-12 pour des préconisations supplémentaires.
4.2.7 Les caractéristiques physiques, comme la forme et surtout l’état de surface du ou des contrôle(s),
doivent se rapprocher autant que possible de celles des implants d’échantillons d’essai, tout écart devant
être expliqué et justifié. Si le matériau d’essai est contenu dans un tube, le contrôle doit être constitué
d’un matériau identique à celui du tube et avoir le même diamètre que le diamètre extérieur du tube. Le
choix de la tige ou du tube pour le matériau de contrôle doit être documenté et justifié.
4.2.8 Pour les études d’implantation, la quantité ou la dimension des articles d’essai et de contrôle doit
être documentée.
4.3 Conception de l’étude
Pour les dispositifs composés de/comprenant deux matériaux différents ou plus, il convient que
les articles d’essai soient de composition similaire ou que des implants multiples soient utilisés; par
exemple, si un dispositif est fabriqué en PEHD et en titane, il convient alors que l’article d’essai soit en
PEHD et en titane.
5 Méthodes d’essai, aspects généraux
5.1 Tissu et site d’implantation
5.1.1 L’échantillon d’essai doit être implanté dans les tissus qui se rapprochent le plus de l’utilisation
clinique prévue du matériau. La justification du choix du nombre d’échantillons, du tissu et des sites
d’implantation doit être documentée. Les méthodes d’essai pour différents sites d’implantation
sont décrites dans les Annexes A, B, C et D. Si d’autres sites d’implantation sont choisis, les principes
scientifiques généraux des méthodes d’essai décrites dans les Annexes A, B, C et D doivent néanmoins
être respectés et la justification doit être fournie.
NOTE Pour certains dispositifs, il y a des normes verticales qui prescrivent des études d’implantation
spécifiques pour l’évaluation des réponses tissulaires locales, comme, par exemple, des essais pour un implant
[47] [12]
de lentille intraoculaire ou un dispositif dentaire . Ces études peuvent être utilisées pour satisfaire aux
exigences de l’ISO 10993-6.
5.1.2 Pour les matériaux absorbables, le site d’implantation doit être marqué d’une manière adéquate
pour permettre l’identification du site à la fin des durées prévues. Il est recommandé d’utiliser un repère
cutané au marqueur permanent non invasif et/ou un gabarit pour repérer l’emplacement de l’échantillon
pour des intervalles d’étude à court terme uniquement. Dans la plupart des cas, un repère d’emplacement
constitué d’un contrôle négatif non absorbable approprié (par exemple: PEHD de 1 mm x 2 mm x 5 mm,
sutures en PP, fil en or ou agrafes) peut être utilisé comme repère de l’emplacement du site d’implantation.
Ces repères d’emplacement peuvent être éliminés sans induire d’artéfacts dans l’interface article/tissu
d’essai avant le traitement histologique.
Exceptionnellement, une intervention chirurgicale non accompagnée d’implantation peut être utilisée
afin d’évaluer l’impact du mode opératoire sur le tissu impliqué; dans ces cas, une justification spécifique
doit être fournie.
5.2 Animaux
5.2.1 Tous les aspects relatifs aux soins apportés aux animaux et à leur hébergement doivent être
conformes à l’ISO 10993-2. D’une manière générale, les petits animaux, comme les souris, les rats, les
hamsters ou les lapins seront préférés.
5.2.2 L’utilisation d’animaux de plus grande taille peut être justifiée sur la base de considérations
scientifiques spécifiques du biomatériau particulier étudié, ou s’il est nécessaire de s’adapter à la
dimension des implants pour l’essai de l’ensemble du dispositif.
5.2.3 Choisir une espèce animale selon les principes établis dans l’ISO 10993-2, en tenant compte de la
dimension des implants d’échantillons d’essai, du nombre d’implants par animal, de la durée prévue de
l’essai en rapport avec l’espérance de vie attendue des animaux, ainsi que des éventuelles différences de
réponse biologique liées à l’espèce.
4 © ISO 2016 – Tous droits réservés
5.2.4 Pour des essais à court terme, on utilise généralement des rongeurs ou le lapin. Pour des essais à
long terme, on utilise des animaux comme les rongeurs, le lapin, le chien, le mouton, la chèvre, le porc ou
d’autres animaux dont l’espérance de vie est relativement longue.
5.2.5 Avant de commencer une étude sur l’animal avec des matériaux dégradables, il convient
d’examiner les informations pertinentes obtenues par des études de dégradation in vitro. Pour les
matériaux absorbables, une étude pilote sur des rongeurs peut être considérée afin de déterminer la
vitesse de dégradation attendue avant de mener des études sur des animaux de plus grande taille.
5.2.6 Les échantillons de matériaux d’essai et de contrôle doivent être implantés dans les mêmes
conditions sur des animaux de la même espèce et de même âge, sexe et souche, dans des sites anatomiques
similaires. Le nombre et la taille des implants insérés dans un animal dépendent de la taille de l’espèce
et de l’emplacement anatomique. Lorsque cela est possible, il convient que les échantillons de contrôle et
les échantillons d’essai soient implantés dans le même animal.
5.2.7 Cependant, lorsqu’une étude est menée sur une neuroimplantation (voir Annexe D) ou si les
effets locaux après implantation sont étudiés dans le cadre d’une étude de toxicité systémique par
implantation, les échantillons de contrôle et d’essai ne doivent pas être implantés dans un même animal.
5.3 Périodes d’essai
5.3.1 La durée d’essai doit être déterminée par la durée probable de l’exposition clinique ou poursuivie
jusqu’à l’atteinte d’un état de stabilité de la réponse biologique, ou au-delà. Les différents temps de
prélèvement doivent être expliqués et justifiés.
5.3.2 Pour les matériaux non absorbables, les réponses à court terme sont normalement évaluées
entre 1 semaine et 4 semaines; les réponses à long terme sont évaluées dans des essais qui dépassent
12 semaines. La réponse biologique locale aux matériaux implantés dépend des propriétés des matériaux,
mais aussi de la réponse associée au traumatisme de l’implantation chirurgicale. La configuration
tissulaire à proximité d’un implant évolue en fonction du temps écoulé depuis l’implantation chirurgicale.
Au cours des deux premières semaines qui suivent l’implantation, la réaction à l’intervention chirurgicale
proprement dite peut être difficile à distinguer de la réaction tissulaire induite par l’implant. Dans
les tissus musculaire et conjonctif, on observe un état de stabilité de la population cellulaire après 9 à
12 semaines, en fonction de l’espèce utilisée et de l’importance du traumatisme causé par l’opération
chirurgicale. En cas d’implantation dans le tissu osseux, des durées d’observation plus longues peuvent
être nécessaires avant de parvenir à un état de stabilité.
5.3.3 Pour les matériaux absorbables, la durée d’essai doit être en rapport avec la durée de dégradation
estimée du produit étudié sur un site d’implantation cliniquement pertinent. Une estimation de la durée
de la dégradation doit être effectuée lors de la détermination des différents temps de prélèvement pour
évaluer l’échantillon. Cette estimation peut être effectuée in vitro par des études de dégradation en temps
réel ou accélérée ou, dans certaines circonstances, par une modélisation mathématique. De manière
générale, il convient que la durée de l’étude s’étende jusqu’au moment de l’absorption complète ou au-
delà. La période d’évaluation des matériaux absorbables dépend en partie de la vitesse de dégradation
des matériaux. Il convient que les intervalles d’étude s’étendent sur une portion significative de la durée
de dégradation de l’implant. Les intervalles d’étude doivent inclure, au minimum, les périodes suivantes:
a) intervalle initial (lorsqu’il n’y a pas de dégradation ou une dégradation minime) — Pour les
matériaux absorbables, il convient généralement d’utiliser un intervalle d’étude entre 1 semaine et
2 semaines après l’implantation pour évaluer la réponse tissulaire précoce.
b) intervalle intermédiaire (lorsque la dégradation se produit) — Pour les dispositifs absorbables, il
convient que les intervalles d’étude venant ensuite soient guidés par le profil de dégradation du
matériau absorbable spécifique. Il convient que l’intervalle cible permette une évaluation de la
réponse histologique lorsqu’une réponse tissulaire plus prononcée est attendue (par exemple:
lorsqu’une importante perturbation structurelle et/ou une fragmentation du dispositif est
fortement susceptible de se produire). Les implants possédant des profils de dégradation à long
terme peuvent nécessiter plusieurs points d’évaluation dans le temps, avec des intervalles ciblés
conformément au modèle de dégradation prévu.
Lorsqu’un dispositif à matériaux multiples possédant des taux d’absorption différents est implanté,
il convient d’inclure des intervalles reflétant le profil de dégradation de chaque composant.
c) intervalle final (lorsque l’implant est essentiellement absorbé) — Cet intervalle est destiné
à l’observation lorsqu’il reste des quantités minimales du composant absorbable sur le site
d’implantation.
Une évaluation macroscopique et microscopique après absorption complète de l’implant est
hautement souhaitable. Cependant, en l’absence d’absorption complète, il convient que l’ensemble
des données recueillies soit suffisant pour permettre la caractérisation des effets locaux après
implantation, si:
— les réponse, structure et fonction tissulaires affectées ont atteint un état de stabilité
acceptable, et que
— le matériau absorbable et/ou ses produits de dégradation sont visuellement identifiables, mais
en quantité limitée.
NOTE La dégradation in vivo peut prendre beaucoup de temps, parfois plus d’un an. Des essais
supplémentaires sur l’animal pour étendre la durée d’observation (groupe d’intervalles «à déterminer»)
peuvent être utiles si l’implant n’a pas été complètement absorbé pendant la durée expérimentale prévue et
ne peut pas être observé au microscope.
Dans les situations où le matériau n’est pas complètement absorbé durant l’intervalle final, une
justification scientifique appropriée peut être incluse pour terminer l’étude. Il convient alors que le
pourcentage estimé (%) de matériau absorbable restant soit indiqué.
Les études à long terme, qui s’étendent sur une portion significative de la durée de dégradation
de l’implant, sont recommandées. L’implantation de matériau prédégradé in vitro (par exemple,
jusqu’à 50 % de perte de poids ou jusqu’à une diminution de 50 % de la résistance mécanique)
peut être envisagée au cas par cas, dans le but d’observer plus rapidement les événements de phase
finale, après l’implantation. Toutefois, ces études ne remplacent pas les études qui caractérisent le
profil de dégradation in vivo en temps réel du dispositif absorbable.
5.3.4 La caractérisation du processus de dégradation d’un dispositif absorbable peut ne pas être
applicable à l’évaluation des effets locaux du même matériau absorbable lorsque celui-ci est associé à un
médicament en tant que vecteur de libération de ce médicament, structure de support pour des produits
médicaux issus de l’ingénierie tissulaire ou revêtement pour des implants non absorbables. Parce que
les combinaisons de dispositifs avec des médicaments et/ou des cellules peuvent créer de nouveaux
problèmes, il convient de consulter les autorités réglementaires appropriées lors de la conception
d’études pour des produits combinés absorbables.
5.3.5 Bien que la présente partie de l’ISO 10993 ne traite pas des problèmes liés à la toxicité systémique
décrits dans l’ISO 10993-11, il est recommandé d’obtenir les informations requises par la présente partie
de l’ISO 10993 au moyen d’études de toxicité systémique utilisant une implantation.
5.3.6 Pour les études à long terme, les durées d’observation généralement acceptées pour les
biomatériaux non absorbables sont données dans le Tableau 1. Il convient d’euthanasier les animaux
dans des conditions humaines pour les différents intervalles de temps, conformément à l’ISO 10993-2.
Des prélèvements en série sous anesthésie générale avec rétablissement de l’animal peuvent également
être acceptables dans certaines circonstances spéciales; le cas échéant, ce mode opératoire doit être
documenté et justifié.
6 © ISO 2016 – Tous droits réservés
Tableau 1 — Durées d’essai possibles pour une implantation de biomatériaux à long terme
a
Durée d’implantation en semaines
Espèces
13 26 52 78 104
Souris X X X — —
Rats X X X — —
Cobayes X X X — —
Lapins X X X X X
Chiens X X X X X
Moutons X X X X X
Chèvres X X X X X
Porcs X X X X X
a
Ces durées d’implantation sont généralement utilisées; néanmoins, d’autres durées peuvent
être appliquées en fonction des caractéristiques spécifiques du matériau d’essai. Selon l’usage
prévu du matériau d’essai, les durées d’implantation peuvent ne pas toutes être nécessaires.
5.4 Implantation chirurgicale et conditions d’essai
5.4.1 L’implantation chirurgicale doit être effectuée sous anesthésie générale. L’utilisation d’un autre
type d’anesthésie doit être justifiée et être conforme à l’ISO 10993-2. Les modes opératoires spécifiques
d’insertion ou d’implantation pour une implantation sous-cutanée, intramusculaire, intra-osseuse ou
neurale sont décrits, respectivement, dans les Annexes A, B, C et D.
5.4.2 Le nombre d’implants par animal et le nombre d’animaux utilisés par durée d’observation sont
indiqués dans les Annexes A, B, C et D. Un nombre suffisant d’échantillons d’essai et de contrôle doit être
implanté afin que le nombre final d’échantillons à évaluer permette d’obtenir des résultats valides.
5.4.3 La technique chirurgicale adoptée peut fortement affecter les résultats d’un mode opératoire
d’implantation. L’intervention chirurgicale doit être menée dans des conditions d’asepsie et de manière
à réduire au minimum le traumatisme au niveau du site d’implantation. Éliminer les poils de la zone
chirurgicale par tonte, rasage ou tout autre moyen mécanique. Désinfecter la zone exposée de la peau
avec un antiseptique approprié. Vérifier que les poils n’entrent pas en contact avec les implants ou
les surfaces de la plaie. Après l’intervention chirurgicale, refermer la plaie avec des agrafes ou du fil
de suture, en prenant des précautions pour maintenir les conditions d’asepsie. Il convient de justifier
l’utilisation d’antibiotiques.
5.4.4 Pendant toute la durée de l’étude, l’état de santé des animaux doit être régulièrement vérifié et
consigné. Après l’intervention chirurgicale, chaque animal doit être surveillé à des intervalles appropriés
pendant la durée de l’essai, et toute observation anormale doit être consignée, notamment les anomalies
locales, systémiques et comportementales. Leur influence potentielle sur les résultats obtenus doit être
décrite dans les rapports d’essai.
5.4.5 Il convient de procéder à la pesée des animaux à des intervalles appropriés. L’utilisation
d’analgésiques postopératoires doit être compatible avec les exigences de l’ISO 10993-2.
5.4.6 À la fin de la période d’expérimentation, euthanasier les animaux avec une surdose d’anesthésique
ou par toute autre méthode humainement acceptable, en accord avec les principes énoncés dans
l’ISO 10993-2.
5.5 Évaluation
5.5.1 Généralités
Évaluer la réponse biologique en documentant les réponses macroscopiques et histopathologiques
en fonction du temps. Comparer les réponses à l’échantillon d’essai avec les réponses obtenues avec
l’échantillon de contrôle ou sur les sites ayant subi une implantation factice.
NOTE L’Annexe E et la Bibliographie donnent des exemples de systèmes d’évaluation.
Effectuer la comparaison entre l’implant de contrôle et l’implant d’essai en des emplacements
équivalents relatifs à chaque implant, de manière à réduire au minimum l’effet des mouvements relatifs
entre l’implant et les tissus.
Pour un échantillon cylindrique, cet emplacement correspond à la partie médiane de l’échantillon. Dans
le cas d’implants cylindriques comportant des sillons, ce sont les parties centrales situées entre les
sillons et les surfaces planes des extrémités de l’implant qui conviennent pour l’évaluation.
Un nombre suffisant d’échantillons doit être évalué pour chaque intervalle d’implantation, comme
défini dans les Annexes A, B, C et D. Ces échantillons doivent être prélevés sur au moins trois animaux
différents.
Dans des circonstances exceptionnelles, où un nombre inférieur au nombre initial de sites implantés est
disponible pour l’évaluation ou en cas de pertes d’animaux, le pathologiste évaluateur peut déterminer
si les sites sont uniformes dans leur réponse, de sorte qu’une évaluation précise globale puisse être
effectuée.
5.5.2 Évaluation macroscopique
Chaque site d’implantation doit être examiné pour rechercher des modifications de la structure normale.
[32]
Il convient également d’évaluer les ganglions lymphatiques qui drainent le site d’implantation . Il est
recommandé d’utiliser une loupe à faible pouvoir de grossissement. Consigner la nature et l’étendue de
toute réaction tissulaire observée, comme un hématome, un œdème, une encapsulation et/ou d’autres
anomalies macroscopiques. Consigner aussi la présence, la forme et l’emplacement de l’implant, y
compris la présence éventuelle de résidus de matériau dégradable. L’utilisation de macrophotographies
en couleur peut être utile à la documentation.
Outre l’examen du site d’implantation, une autopsie avec examen macroscopique doit être pratiquée si
l’animal a manifesté des signes de maladie ou de réactions à l’implant.
5.5.3 Retrait de l’implant et prélèvement d’échantillon tissulaire
Après l’euthanasie de l’animal, exciser le site d’implantation avec suffisamment de tissus environnants
sains (2 mm à 5 mm) pour permettre l’évaluation de la réponse histopathologique locale. Si
l’identification des tissus à prélever est difficile (matériaux absorbables), étendre le site d’explantation
pour inclure quelques millimètres de tissus normaux tout autour du site d’implantation attendu.
La fixation chimique du site de l’implant contenant le matériau d’essai et/ou le matériau de contrôle
peut s’effectuer à ce stade. La fixation chimique dans une solution de formaline à 10 % convient pour
la plupart des matériaux et colorants. Un délai de fixation de 24 h à 72 h se justifie en fonction de la
taille de l’échantillon tissulaire. Une fois fixés chimiquement, les matériaux durs, comme les métaux ou
les plastiques denses, peuvent être soigneusement retirés de la capsule péri-implantaire. La capsule
marque la cavité de l’implant. Certains matériaux mous peuvent être ajustés et laissés in situ pour
traitement et découpe au microtome à paraffine. Il peut être préférable que les matériaux soient poreux
et qu’une colonisation tissulaire se développe au fil du temps.
Pour les implants non dégradables, il convient de prélever les ganglions lymphatiques drainant le site
d’implantation en fonction des indications données par l’examen pathologique macroscopique. Pour les
implants dégradables, il convient de prélever les ganglions lymphatiques drainant le site d’implantation
8 © ISO 2016 – Tous droits réservés
lorsque cela est réalisable, puisque l’évaluation de ces ganglions lymphatiques est essentielle pour la
mise en évidence d’une migration des matériaux dégradables.
NOTE 1 Il est cependant admis qu’il n’est pas toujours possible de localiser les ganglions lymphatiques
drainant le site d’implantation pour tous les échantillons.
Suivant le cas, d’autres organes doivent être prélevés si l’animal a manifesté des signes de maladie, s’il
existe des lésions macroscopiques ou si la conception de l’étude comporte une évaluation de la toxicité
systémique.
Traiter les prélèvements tissulaires conformément à un mode opératoire adéquat pour une évaluation
histologique (fixation, excision, inclusion, sectionnement et coloration). Le cas échéant, consigner
l’orientation de l’implant, le nombre de coupes, l’épaisseur de coupe et la géométrie de coupe.
Avec les techniques classiques (inclusion en paraffine), l’enveloppe tissulaire peut être ouverte avant
ou après exposition à un fixateur; l’état de la surface de l’implant et du lit tissulaire doit être rapporté.
Prendre soin de ne pas endommager l’interface implant/tissu, si l’enveloppe est ouverte sur des tissus
frais, non fixés. Pour étudier l’interface implant/tissu dans des matériaux durs, comme les métaux ou
les plastiques denses, il est préférable de procéder à une inclusion de l’enveloppe tissulaire intacte
avec l’implant in situ, dans du plastique dur au lieu d’utiliser de la paraffine. Utiliser des techniques de
sectionnement ou de broyage appropriées pour la préparation des lames histologiques.
Lorsque les tissus ou implants ne peuvent pas être coupés dans la paraffine, d’autres techniques
d’inclusion/de coupe (par exemple, inclusion en plastique) peuvent être nécessaires pour évaluer
l’interface tissu/implant. Si les techniques d’inclusion altèrent l’interface tissu/implant, toute
observation au niveau de l’interface doit être documentée.
NOTE 2 Dans le cas d’implants «mous» dans des tissus mous, les prélèvements tissulaires peuvent être traités
sans devoir retirer l’implant.
5.5.4 Évaluation microscopique
Le système d’évaluation utilisé pour l’évaluation histologique doit prendre en compte l’étendue de la zone
affectée, quantitativement (par exemple en micromètres) ou semi-quantitativement (voir Annexe E). Il
convient de consigner l’orientation des implants, le nombre de coupes et la géométrie de coupe.
Les paramètres de réponse biologique qui doivent être évalués et consignés sont les suivants:
a) l’étendue de la fibrose/capsule fibreuse; couches en micromètres ou évaluation semi-quantitative
(voir Annexe E) et inflammation;
b) la dégénérescence telle que déterminée par les altérations de la morphologie tissulaire;
c) le nombre et la distribution, en fonction de leur distance par rapport à l’interface matériau/tissu,
du type de cellules inflammatoires comme les cellules polymorphonucléaires, les lymphocytes, les
plasmocytes, les éosinophiles, les macrophages et les cellules multinucléées;
d) la présence et l’étendue de la nécrose;
e) les autres altérations tissulaires, comme une vascularisation, une infiltration graisseuse, la
formation d’un granulome, la minéralisation et la formation d’os;
f) les paramètres relatifs au matériau, comme une fragmentation et/ou la présence de débris, la forme
et l’emplacement de résidus du matériau dégradé;
g) la qualité et la quantité de colonisation tissulaire, pour les matériaux poreux et les matériaux
absorbables.
Les réponses histologiques incluant toute constatation indésirable doivent être documentées. Les
photomicrographies peuvent être utiles pour la documentation.
Pour les matériaux dégradables/absorbables, à un niveau intermédiaire ou presque complet de
dégradation, des résidus du matériau de l’implant dégradable doivent être présents dans les
prélèvements tissulaires examinés. Pour l’évaluation de la restauration de la structure normale,
les zones représentatives du site d’implantation signalées par un repère ou un gabarit doivent être
évaluées.
Dans le cas d’implantation dans l’os, l’interface tissu/matériau présente un intérêt particulier. Évaluer
la zone de contact avec l’os, la quantité d’os située à proximité de l’implant, ainsi que le développement
de tissus non calcifiés. La présence d’une résorption osseuse ou d’os néoformé doit être consignée.
En plus de l’évaluation histopathologique standard à l’hématoxyline et à l’éosine, il est recommandé de
procéder à une analyse supplémentaire en cas de constatations histopathologiques défavorables (par
exemple, infiltration de cellules immunitaires).
5.5.5 Évaluation des réponses
Des exemples de systèmes d’évaluation quantitatifs sont donnés dans les Références [25] et [26].
Des exemples de systèmes d’évaluation semi-quantitatifs sont donnés à l’Annexe E et dans les
Références [17], [18] et [20].
La Bibliographie donne également d’autres exemples de systèmes d’évaluation.
6 Rapport d’essai
6.1 Généralités
Le rapport d’essai doit être suffisamment détaillé pour permettre une évaluation indépendante des
résultats. Lorsque le dispositif comporte plus d’un matériau, il convient que le pathologiste évalue et
consigne chaque matériau individuellement. Le rapport doit comporter les éléments énumérés de 5.1 à
5.5. Les éléments suivants doivent également être rapportés.
6.2 Laboratoire d’essai
a) Nom et certifications du laboratoire d’essai.
b) Date, nom et signature de la ou des personne(s) responsable(s) du rapport.
6.3 Échantillons à implanter
a) Décrire les matériaux d’essai et de contrôle, notamment l’identification, l’état de surface, la forme,
la taille et le poids des implants.
b) Le choix de l’échantillon de contrôle et de la forme physique du matériau implanté doit être justifié.
6.4 Animaux et implantation
a) L’espèce, la souche, le sexe, l’âge et/ou le poids et l’origine doivent être rapportés et justifiés.
b) Les conditions de l’essai, y compris le type d’animalerie et l’alimentation, doivent être rapportées.
c) Toutes les observations relatives à la protection des animaux effectuées au cours de l’étude doivent
être consignées et documentées.
d) Les techniques d’implantation, notamment le mode opératoire chirurgical, l’anesthésie et l’analgésie
postopératoire ainsi que l’emplacement et le nombre d’implants par animal, doivent être consignés
et r
...
Questions, Comments and Discussion
Ask us and Technical Secretary will try to provide an answer. You can facilitate discussion about the standard in here.
Loading comments...