SIST ISO 16702:2012
Workplace air quality - Determination of total organic isocyanate groups in air using 1-(2-methoxyphenyl)piperazine and liquid chromatography
Workplace air quality - Determination of total organic isocyanate groups in air using 1-(2-methoxyphenyl)piperazine and liquid chromatography
ISO 16702:2007 gives general guidance for the sampling and analysis of airborne organic isocyanate (NCO) compounds in workplace air.
ISO 16702:2007 is appropriate for a wide range of organic compounds containing isocyanate functional groups, including isocyanate monomers and prepolymers. Monomers containing a single isocyanate moiety (e.g. methyl isocyanate, ethyl isocyanate, phenyl isocyanate, hexyl isocyanate) are produced during thermal degradation of polyurethanes, i.e. flame bonding and laser cutting. Isocyanate polymers, also called polyisocyanates, homopolymers, oligomers or prepolymers, are derived from the diisocyanate monomers by self-condensation or reaction with polyols. Polymeric diisocyanates are widely used in the polyurethanes, paints and coatings, and adhesives industries.
ISO 16702:2007 is appropriate for measuring any product containing free isocyanate groups. It was developed primarily for the commonly used methylenebis(phenylisocyanate) (MDI), 1,6-(diisocyanato)hexane (HDI), and toluene diisocyanate (TDI) and their oligomers and polymers. It has also been used for isophorone diisocyanate (IPDI), hydrogenated methylenebis(phenylisocyanate) (HMDI), and naphthyldiisocyanate (NDI), and their oligomers and polymers.
The method is used to determine time-weighted average concentrations of organic isocyanates in workplace atmospheres, and is suitable for sampling over periods in the range 0,5 min to 8 h. The method is designed for personal monitoring, but can also be used for fixed location monitoring by suitable modification.
The method is suitable for the measurement of airborne organic isocyanates in the concentration range from approximately 0,1 µg/m3 to 140 µg/m3 for a 15 l sample volume.
Qualité de l'air des lieux de travail - Dosage des groupements isocyanates organiques totaux dans l'air par dérivatisation avec la 1-(2-méthoxyphényl)pipérazine et par chromatographie en phase liquide
L'ISO 16702:2007 donne des lignes directrices sur l'échantillonnage et l'analyse des isocyanates organiques (NCO) présents dans l'air des lieux de travail.
L'ISO 16702:2007 est applicable à une large gamme de composés organiques contenant des groupements fonctionnels isocyanates, y compris les monomères et les prépolymères d'isocyanates. Les monomères contenant un seul groupement isocyanate (isocyanate de méthyle, isocyanate d'éthyle, isocyanate de phényle, isocyanate d'hexyle, par exemple) sont produits pendant la décomposition thermique des polyuréthanes, c'est-à-dire pendant le collage à la flamme et la découpe au laser. Les polymères d'isocyanates, également appelés polyisocyanates, les homopolymères, les oligomères ou les prépolymères sont dérivés des monomères de diisocyanates par autocondensation ou par réaction avec des polyols. Les diisocyanates polymères sont largement utilisés dans les polyuréthanes, les peintures, les revêtements et les adhésifs.
L'ISO 16702:2007 est applicable au mesurage de tout produit contenant des groupements isocyanates libres. Elle a initialement été élaborée pour le méthylènebis(phénylisocyanate) (MDI), le 1,6-(diisocyanato)hexane (HDI) et le diisocyanate de toluène (TDI) les plus couramment utilisés, ainsi que pour leurs oligomères et leurs polymères. Elle a aussi été utilisée pour le diisocyanate d'isophorone (IPDI), le méthylène bis(phénylisocyanate) hydrogéné (HMDI), et le diisocyanate de naphtylène (NDI), et leurs oligomères et leurs polymères.
La présente méthode est utilisée pour déterminer les concentrations moyennes d'isocyanates organiques dans l'atmosphère des lieux de travail sur une durée de prélèvement déterminée. Elle est applicable à des durées de prélèvement comprises entre 0,5 min et 8 h. Elle a été élaborée pour des prélèvements individuels mais peut également servir pour des mesures à points fixes, sous réserve de modifications appropriées.
La présente méthode est applicable au mesurage des isocyanates organiques atmosphériques pour une plage de concentrations variant approximativement de 0,1 µg/m3 à 140 µg/m3 pour un volume de prélèvement de 15 l.
Kakovost zraka na delovnem mestu - Določevanje celotnih organskih izocianatnih skupin v zraku z uporabo 1-(2-metoksifenil)piperazina in tekočinske kromatografije
Ta mednarodni standard podaja splošne napotke za vzorčenje in analizo organskih izocianatnih (NCO) spojin v zraku na delovnem mestu. Ta mednarodni standard je primeren za številne organske spojine, ki vsebujejo izocianatne funkcionalne skupine, vključno z monomeri in prepolimeri izocianata. Aromatski monomeri vključujejo na primer toluen diizocianat (TDI) (2,4- in 2,6-diizocianatotoluen), naftil diizocianat (NDI), (1,5-nafralen diizocianat) in metilenbis(4-fenilizocianat) [MDI, sistematično ime di-(4-izocianatofenil)metan]. Alifatski monomeri vključujejo na primer izoforon diizocianat (IPDI, sistematično ime 1-izocianato-3-izocianatometil-3,5,5-trimetilcikloheksan), metilenbis(cikloheksilizocianat) (hidrogenirani metilenbis(4-fenilizocianat), HMDI) in 1,6-diizocianatoheksan (znan tudi kot 1,6-heksametilendiizocianat). Monomeri, ki vsebujejo eno samo funkcionalno skupino izocianata (npr. metil izocianat, etil izocianat, fenil izocianat in heksil izocianat), nastajajo pri termičnem razpadu poliuretanov, tj. spajanju s plamenom in laserskem rezanju. Polimeri izocianata, ki se imenujejo tudi poliizocianati, homopolimeri, oligomeri ali prepolimeri, nastanejo pri samokondenzaciji monomerov diizocianata ali njihovi reakciji s polioli. Polimerni diizocianati se pogosto uporabljajo v proizvodnji poliuretanov, barv in premazov ter lepil.
General Information
Relations
Standards Content (Sample)
SLOVENSKI STANDARD
01-april-2012
1DGRPHãþD
SIST ISO 16702:2002
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VNXSLQY]UDNX]XSRUDER PHWRNVLIHQLO SLSHUD]LQDLQWHNRþLQVNHNURPDWRJUDILMH
Workplace air quality - Determination of total organic isocyanate groups in air using 1-(2-
methoxyphenyl)piperazine and liquid chromatography
Qualité de l'air des lieux de travail - Dosage des groupements isocyanates organiques
totaux dans l'air par dérivatisation avec la 1-(2-méthoxyphényl)pipérazine et par
chromatographie en phase liquide
Ta slovenski standard je istoveten z: ISO 16702:2007
ICS:
13.040.30 Kakovost zraka na delovnem Workplace atmospheres
mestu
2003-01.Slovenski inštitut za standardizacijo. Razmnoževanje celote ali delov tega standarda ni dovoljeno.
INTERNATIONAL ISO
STANDARD 16702
Second edition
2007-12-15
Workplace air quality — Determination of
total organic isocyanate groups in air
using 1-(2-methoxyphenyl)piperazine and
liquid chromatography
Qualité de l'air des lieux de travail — Dosage des groupements
isocyanates organiques totaux dans l'air par dérivatisation avec la
1-(2-méthoxyphényl)pipérazine et par chromatographie en phase
liquide
Reference number
©
ISO 2007
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Contents Page
Foreword. v
Introduction . vi
1 Scope . 1
2 Normative references . 2
3 Terms and definitions. 2
4 Principle. 3
5 Reagents and materials . 3
6 Apparatus . 6
7 Sampling. 7
7.1 Calibration of pump. 7
7.2 General. 7
7.3 Preparation of sampling equipment (general) . 8
7.4 Preparation of sampling equipment (filters) . 8
7.5 Preparation of sampling equipment (impingers). 8
7.6 Collection of filter samples (vapour phase samples) . 8
7.7 Collection of impinger backed by filter samples (isocyanate aerosols). 9
7.8 Measurements to be made at the end of the sampling period. 9
7.9 Sample logging and field desorption of samples. 9
7.10 Transportation. 9
7.11 Field Blanks. 10
8 Procedure . 10
8.1 Safety precautions. 10
8.2 Cleaning of glassware. 10
8.3 Prereaction of impinger samples before HPLC analysis. 10
8.4 Prereaction of filter samples before HPLC analysis . 10
8.5 HPLC conditions . 10
8.6 Determination of airborne isocyanate for monomeric isocyanates (UV detection) . 11
8.7 Identification of polymeric isocyanates: EC/UV ratio approach. 11
8.8 Confirmation of identification for polymeric isocyanates (prepolymers). 12
8.9 Quantification of airborne isocyanate for polymeric isocyanates (EC detection). 13
8.10 Sampling efficiency . 13
9 Calculations. 14
10 Interferences . 14
11 Uncertainty of measurement . 14
11.1 Introduction . 14
11.2 Assessment of performance characteristics of the method — Sampling considerations
(detailed ISO/IEC Guide 98:1995 approach). 16
11.3 Assessment of performance characteristics of the method — Other considerations —
(detailed ISO/IEC Guide 98:1995 approach). 17
11.4 Mass of compound in field sample blank. 21
11.5 Between-laboratory uncertainty contributions. 22
11.6 Combined uncertainty. 22
11.7 Expanded uncertainty . 22
12 Stability . 22
13 Test report . 22
14 Quality control. 23
Annex A (informative) Determination of sampling efficiency . 24
Annex B (informative) Data used for uncertainty estimates . 25
Annex C (informative) Combined uncertainties for isocyanate formulations. 26
Annex D (informative) Sample chromatograms . 28
Bibliography . 34
iv © ISO 2007 – All rights reserved
Foreword
ISO (the International Organization for Standardization) is a worldwide federation of national standards bodies
(ISO member bodies). The work of preparing International Standards is normally carried out through ISO
technical committees. Each member body interested in a subject for which a technical committee has been
established has the right to be represented on that committee. International organizations, governmental and
non-governmental, in liaison with ISO, also take part in the work. ISO collaborates closely with the
International Electrotechnical Commission (IEC) on all matters of electrotechnical standardization.
International Standards are drafted in accordance with the rules given in the ISO/IEC Directives, Part 2.
The main task of technical committees is to prepare International Standards. Draft International Standards
adopted by the technical committees are circulated to the member bodies for voting. Publication as an
International Standard requires approval by at least 75 % of the member bodies casting a vote.
Attention is drawn to the possibility that some of the elements of this document may be the subject of patent
rights. ISO shall not be held responsible for identifying any or all such patent rights.
ISO 16702 was prepared by Technical Committee ISO/TC 146, Air quality, Subcommittee SC 2, Workplace
atmospheres.
This second edition cancels and replaces the first edition (ISO 16702:2001), which has been technically
revised.
Introduction
Isocyanates (molecules containing the NCO functional group) are highly reactive molecules widely used in
industry in paints, polyurethane foams, plastics, and adhesives. They are known respiratory sensitisers and
are the major cause of chemically induced occupational asthma. Exposure to isocyanates can occur by
inhalation and possibly by contact. Australia, Ireland, and the United Kingdom have set long-term occupational
exposure limits (8 h time-weighted average) of 20 µg/m [total isocyanate (NCO) group] and short-term limits
3 3
(15 min) of 70 µg/m for workplace air. In addition, Finland has set a short term limit (15 min) of 35 µg/m and
1)
Sweden has set long-term occupational exposure limits (8 h time-weighted average) of 5 ppb [total
isocyanate (NCO) group] and short-term limits (15 min) of 10 ppb for workplace air. These limits are for total
isocyanate, i.e. monomeric and all polymeric (also called oligomeric, polyisocyanates, oligo-isocyanates or
prepolymeric) isocyanates.
Sampling and analysis of airborne isocyanates is not easy. Isocyanates occur in a variety of chemical forms,
such as monomers, oligomers, larger and more structurally complex polymers, and mixtures of all these forms.
Isocyanate oligomers and polymers are commonly used in industry as they are less volatile than the
monomers and so pose less of a vapour hazard. Isocyanates occur in a variety of physical forms, e.g. vapours,
aerosols, and liquids. A sampling method that is suitable for one physical form of isocyanates is not
automatically suitable for another. In the workplace, other substances are also present in the air, such as
water vapour, dust, amines and alcohols, depending on the product and process that is being used, and these
can interfere with the liquid chromatography (LC) analysis. Polymeric isocyanate standards are not available,
yet these species must be quantified to give a total isocyanate result.
Due to the reactive nature of the isocyanate group, analysis in the workplace is commonly carried out by
trapping isocyanates with a derivatisation reagent to produce a stable derivative. This International Standard
[1]
method is based upon the UK method for isocyanate determination, MDHS25/3 .
The method traps the isocyanate with 1-(2-methoxyphenyl)piperazine (MP) to form a stable urea derivative.
The urea derivative is analysed by LC with electrochemical (EC) and ultraviolet/visible (UV/vis) detection.
Isocyanates for which a standard exists or can be prepared can be quantified using a UV/vis detector. This
has the advantage that a UV/vis detector is more stable than an EC detector. However, for the majority of
industrially used polymeric isocyanates, no standards exist and these compounds are quantified using the EC
detector, which oxidises the methoxy group on the MP derivatisation reagent. As this group is common to all
MP derivatised isocyanates, the polymeric species can be calibrated using the corresponding isocyanate
monomer.
The procedure used for sampling of workplace isocyanates depends upon their physical form. Filters have
been found to sample vapour effectively. An impinger/filter combination is recommended for aerosol sampling.
This method has been found to be suitable for the commonly occurring mono- and diisocyanates i.e.
methylenebis(phenylisocyanate) (MDI), phenylisocyanate (PI), toluene-2,6-diisocyanate and toluene-2,4-
diisocyanate (TDI), 1,6-(diisocyanato)hexane (HDI), isophoronediisocyanate (IPDI), naphthyldiisocyanate
(NDI), methylenebis(cyclohexylisocyanate) (hydrogenated MDI) and butylisocyanate as well as polymeric
isocyanates based on these monomers.
1) Parts per billion (thousand million).
vi © ISO 2007 – All rights reserved
INTERNATIONAL STANDARD ISO 16702:2007(E)
Workplace air quality — Determination of total organic
isocyanate groups in air using 1-(2-methoxyphenyl)piperazine
and liquid chromatography
1 Scope
This International Standard gives general guidance for the sampling and analysis of airborne organic
isocyanate (NCO) compounds in workplace air.
This International Standard is appropriate for a wide range of organic compounds containing
isocyanate functional groups, including isocyanate monomers and prepolymers. Examples of aromatic
monomers include toluene diisocyanate (TDI) (both 2,4- and 2,6-diisocyanatotoluene), naphthyl diisocyanate
(NDI) (1,5-diisocyanatonaphthalene) and methylenebis(4-phenylisocyanate) [MDI, systematically
named as di-(4-isocyanatophenyl)methane]. Examples of aliphatic monomers include isophorone
diisocyanate (IPDI, systematically named as 1-isocyanato-3-isocyanatomethyl-3,5,5-trimethylcyclohexane),
methylenebis(cyclohexylisocyanate) (hydrogenated MDI, HMDI) and 1,6-diisocyanatohexane (HDI) (also
known as 1,6-hexamethylenediisocyanate). Monomers containing a single isocyanate moiety (e.g. methyl
isocyanate, ethyl isocyanate, phenyl isocyanate, hexyl isocyanate) are produced during thermal degradation
of polyurethanes, i.e. flame bonding and laser cutting. Isocyanate polymers, also called polyisocyanates,
homopolymers, oligomers or prepolymers, are derived from the diisocyanate monomers by self-condensation
or reaction with polyols. Polymeric diisocyanates are widely used in the polyurethanes, paints and coatings,
and adhesives industries.
This International Standard is appropriate for measuring any product containing free isocyanate groups. It was
[1]
developed primarily for the commonly used MDI, HDI, and TDI, and their oligomers and polymers . It has
also been used for IPDI, HMDI, and NDI, and their oligomers and polymers. The exposure limit for
isocyanates in the UK requires measurement of total isocyanate groups, i.e. monomeric diisocyanates,
oligomeric, prepolymeric and polymeric diisocyanates and monoisocyanates. Because there are a wide range
of isocyanate structures and molecular masses, the chromatographic conditions used will need to be varied
according to the isocyanate formulation being determined. If both isocyanates and amines are believed to be
present, and both need to be determined, a standard which enables the simultaneous determination of both
[2]
amines and isocyanates may be more appropriate . This method has also been modified to allow
[3]
determination of mono-isocyanates produced during thermal degradation , the use of mass spectrometric
[4]
detection and other sampling equipment, e.g. 37 mm filters and other filter cassettes, but these
modifications are not covered in this International Standard. If a modified version of this method is being used,
it is the responsibility of the user to demonstrate that the modifications are valid.
The method is used to determine time-weighted average concentrations of organic isocyanates in workplace
atmospheres, and is suitable for sampling over periods in the range 0,5 min to 8 h. The method is designed
for personal monitoring, but can also be used for fixed location monitoring by suitable modification.
NOTE The objective of air monitoring is usually to determine worker exposure and, therefore, the procedures
described in this method are for personal sampling in the breathing zone. The method can be used for background or fixed
location sampling. However, it should be recognised that, due to aerodynamic effects, samplers designed for personal
sampling do not necessarily exhibit the same collection characteristics when used for other purposes.
The method is suitable for the measurement of airborne organic isocyanates in the concentration range from
3 3
approximately 0,1 µg/m to 140 µg/m for a 15 l sample volume. The qualitative and quantitative detection
limits for isocyanate, defined as three times and 10 times the standard deviation of six blank determinations,
have been found to be typically between 0,001 µg and 0,004 µg of isocyanate per sample, respectively
(EC detection). For a 15 l air sample, these values correspond to qualitative and quantitative detection limits of
3 3
0,07 µg/m and 0,3 µg/m , respectively.
2 Normative references
The following referenced documents are indispensable for the application of this document. For dated
references, only the edition cited applies. For undated references, the latest edition of the referenced
document (including any amendments) applies.
ISO 5725-2, Accuracy (trueness and precision) of measurement methods and results — Part 2: Basic method
for the determination of repeatability and reproducibility of a standard measurement method
EN 1232, Workplace atmospheres — Pumps for personal sampling of chemical agents — Requirements and
test methods
3 Terms and definitions
For the purposes of this document, the following terms and definitions apply.
3.1 Isocyanate chemical species
3.1.1
isocyanate
a chemical compound with one or more isocyanate (nitrogen carbon oxygen) functional groups
3.1.2
monomer
a chemical compound that joins with other identical compounds to form dimers, trimers, oligomers or polymers
EXAMPLE Classes of isocyanate monomers include: monoisocyanates, containing one isocyanate functional
group, e.g. methyl isocyanate; diisocyanates, e.g. di(4-isocyanatophenyl)methane (MDI); and triisocyanates, e.g.
tri(4-isocyanatophenyl)methane.
3.1.3
diisocyanate
a chemical compound with two isocyanate functional groups
3.1.4
oligomer
a compound of low relative molecular mass with multiple isocyanate functional groups, formed by the
combination of isocyanate monomers
3.1.5
polyisocyanate
oligo-isocyanate
an isocyanate compound with multiple isocyanate functional groups
3.1.6
prepolymer
the isocyanato-terminated reaction product of a di- or poly-isocyanate with a stochiometric deficiency for a
hydroxyl-terminated polyol; these compounds are then further reacted to form polyurethanes or similar
compounds
3.2 Analytical definitions
3.2.1
time-weighted average concentration
concentration of a chemical agent in the atmosphere, averaged over the reference period
2 © ISO 2007 – All rights reserved
3.2.2
field blank
sampler that is taken through the same handling procedure as a sample, except that it is not used for
sampling, i.e. sampling media is loaded into a sampler, transported to the sampling site, derivatised when field
samples are derivatised, and analysed with field samples
3.3 Statisitical definition
uncertainty
〈of measurement〉 parameter, associated with the result of a measurement, that characterises the dispersion
of the values that could reasonably be attributed to the measurand
[5]
[ISO/IEC Guide 98:1995 , 2.2.3]
NOTE 1 The parameter can be, for example, a standard deviation (or a given multiple of it), or the width of a
confidence interval.
NOTE 2 Uncertainty of measurement comprises, in general, many components. Some of these components can be
evaluated from the statistical distribution of the results of series of measurements and can be characterised by standard
deviations. The other components, which can also be characterised by standard deviations, are evaluated from assumed
probability distributions based on experience or other information. This is often referred to as type A and type B
evaluations of uncertainty, respectively.
4 Principle
The choice of sampling device used in this method depends upon the physical form of the isocyanate being
sampled. For an isocyanate aerosol, a glass impinger containing 1-(2-methoxyphenyl)piperazine (MP) solution
backed by a filter impregnated with the MP reagent is used. For an isocyanate vapour, then an MP
impregnated filter may be used on its own.
A measured volume of air is drawn through a glass impinger containing 1-(2-methoxyphenyl)piperazine (MP)
solution backed by a filter impregnated with the MP reagent (isocyanate aerosol) or a filter impregnated with
the MP reagent (isocyanate vapour). Any organic isocyanates present will react to form non-volatile urea
derivatives. The resultant solution is concentrated and analysed by high-performance liquid chromatography
(HPLC) with ultraviolet/visible (UV) and electrochemical (EC) detection. Isocyanate-derived peaks are
identified on the basis of their EC and UV responses and also by diode array detection (DAD) spectral library
[6]
matching, mass spectrometry (where available), and comparison with derivatising bulk . For isocyanates for
which a standard MP derivative is available, e.g. HDI, MDI, TDI isomers, UV can be used for quantification. If
no suitable standard is available, i.e. for isocyanate oligomers, prepolymers and polymers, quantification is by
EC, using the relevant isocyanate monomer standard for calibration. The total isocyanate-in-air concentration
is calculated from the sum of all the isocyanate-derived peaks.
5 Reagents and materials
Use only reagents of recognised analytical grade and only distilled water or water of equivalent purity.
5.1 MP reagent [1-(2-methoxyphenyl)piperazine]
This reagent is commercially available at appropriate (> 98 % by mass) purity.
5.2 Reagent solvent
The reagent solvent, commonly toluene, should be of chromatographic quality. It must be free from
compounds co-eluting with the substances of interest. Before use for the preparation of impregnated filters or
for preparation of monomer standards, it is advisable to dry the solvent with anhydrous calcium chloride or
magnesium sulfate. This step may be omitted for preparation of the absorbing solution as it will pick up
atmospheric moisture during sampling.
5.3 Reagent solutions
5.3.1 Absorbing solution
Accurately weigh approximately 50 mg of MP and transfer to a dry 100 ml volumetric flask. Dissolve and make
up to the mark with reagent solvent, and mix thoroughly. Dilute 10 ml of this stock solution to 100 ml with
reagent solvent in a second volumetric flask to give a 260 µM absorbing solution.
5.3.2 Preparation of solution for impregnating filters (solution A)
Accurately weigh out approximately 0,25 g of MP and transfer to a 25 ml volumetric flask. Make up to the
mark with anhydrous reagent solvent and shake to mix.
5.3.3 Stability of reagent solutions
Prepare fresh solutions weekly.
5.4 Calibration standards
5.4.1. Preparation of monomer derivatives
Add 0,1 g of the appropriate isocyanate (~1 mmol for the common diisocyanates such as HDI, TDI and MDI)
to 0,6 g (~3 mmol) of MP dissolved in dry toluene (10 ml) and leave to stand for 1 h. A white crystalline urea is
2)
precipitated. Collect this on a filter paper (e.g. Whatman No 1 ) and wash several times with dry toluene to
remove excess reagent. Recrystallise the urea from toluene, by warming to about 60 °C and slowly adding
methanol to dissolve the urea. Allow to cool and then filter the resulting crystals, washing with cold, dry
toluene. Dry the solid in air. The urea derivatives of the mono- and most diisocyanates are only slightly soluble
in toluene but readily soluble in methanol or acetonitrile.
5.4.2 Alternative procedure for the less soluble isocyanate derivatives
MDI and HMDI are rather insoluble in toluene and the alternative method of preparation given below may be
more suitable for these compounds. Slowly add a solution of the appropriate isocyanate (0,25 g, ~2 mmol
NCO for MDI and HMDI) in dichloromethane (25 ml) to a solution of 1-(2-methoxyphenyl)piperazine (1 g,
~5 mmol) in dichloromethane (50 ml). A white suspension will form. Add this dropwise to a beaker of hexane
(500 ml) while stirring. Filter the resultant precipitate and redissolve it in a minimum volume of
dichloromethane. Add hexane to reprecipitate the solid, filter this and wash with hexane. Dry the urea
derivative in air.
NOTE This second method may also be used for isocyanate oligomers, polymers and prepolymers.
5.4.3 Preparation of standard solutions of recrystallised isocyanate monomer derivatives
5.4.3.1 Weigh out a known mass of the urea derivative, place in a 100 ml volumetric flask and make up to
the mark with acetonitrile or methanol. Take aliquots of this solution and dilute volumetrically in acetonitrile or
HPLC mobile phase to create a series of standard solutions over the NCO concentration range 0,01 µg/ml to
1,0 µg/ml.
5.4.3.2 Prepare further standard solutions if the concentration range of the samples exceeds that of the
standards.
2) Example of a suitable product available commercially. This information is given for the convenience of users of this
International Standard and does not constitute an endorsement by ISO of this product.
4 © ISO 2007 – All rights reserved
5.4.3.3 The concentration of isocyanate in the standard, ρ , in micrograms per millilitre, is given by
NCO
Equation (1):
ρ M n
U NCO
(1)
ρ =
NCO
M
U
where
ρ is the concentration, in micrograms per millilitre, of the urea derivative in the standard;
U
M is the relative molecular mass of NCO;
NCO
n is the number of isocyanate groups per molecule;
M is the relative molecular mass of the urea derivative.
U
5.5 Stability of isocyanate ureas and their solutions
Stock solutions of isocyanate monomer derivatives have been found to be stable for ~ 6 months if kept in a
[7]
freezer . A mixture of 2,4-TDI and 2,6-TDI on filters and in toluene solution has been found to be stable for
[8]
up to 90 days (73 %, filter, and 81 %, toluene solution, recoveries, respectively) . MDI on filters has been
[1]
found to be stable for at least 6 months [HSE Workplace Analysis Scheme for Proficiency (WASP) data]. An
3)
isocyanate prepolymer [Desmodur N 3390 ] spiked onto MP filters was found to be stable for 27 days
[9]
(average recovery 91 ± 11 %, spiked at three levels, 0,1, 1 and 2 µg/filter) .
5.6 HPLC mobile phase
The exact composition of the mobile phase used depends on the isocyanate formulation being determined.
The more acetonitrile in the mobile phase, the faster the peaks will elute. A “slow” mobile phase can be used
for monomeric diisocyanates and monoisocyanate MP derivatives. For the polymeric isocyanate MP
derivatives, a “fast” mobile phase is more suitable. Care must be taken to elute all the polymeric MP
derivatives and not to lose any monomeric species under the acetylated MP reagent peak at the start of the
chromatogram.
5.6.1 Preparation of “slow” mobile phase
A “slow” mobile phase, suitable for the determination of monomeric diisocyanates and mono-isocyanates, is
prepared as follows. Dissolve 5 g of anhydrous sodium acetate in 1 l water. Adjust the pH of this solution to
6,0 with glacial acetic acid. Add 550 ml of this solution to acetonitrile (450 ml) and degas this solution by
filtering under vacuum or by bubbling a stream of helium through it to give a volume mixture of 45 %
acetonitrile and 55 % sodium acetate buffer.
5.6.2 Preparation of “fast” mobile phase
A “fast” mobile phase, suitable for the determination of polymeric diisocyanates, is prepared as follows.
Dissolve 5 g of anhydrous sodium acetate in 1 l water. Adjust the pH of this solution to 6,0 with glacial acetic
acid. Add 400 ml of this solution to acetonitrile (600 ml) and degas this solution by filtering under vacuum or by
bubbling a stream of helium through it to give a volume mixture of 60 % acetonitrile and 40 % sodium acetate
buffer.
3) Example of a suitable product available commercially. This information is given for the convenience of users of this
International Standard and does not constitute an endorsement by ISO of this product.
5.7 Calibration blend atmosphere
Prepare an atmosphere of a known concentration of the substance or substances of interest in air by a
recognised method. Methods described in ISO 6145 (all parts) are suitable. Confirm the delivered atmosphere
concentration using an independent method.
6 Apparatus
Before sampling and analysis, clean all glassware, including impingers (8.2).
Usual laboratory apparatus and, in particular, the following.
6.1 Sampler
The choice of sampler used depends on the form in which the isocyanate is present. For vapour phase
isocyanates, sampling can be carried out using an impregnated filter only. For mixtures of airborne particles
and vapour, the use of an impinger backed by an impregnated filter is recommended. Details of alternative
sampling procedures are given below.
6.2 Filter
Filters of diameter 25 mm are suitable for use in the selected sampler. The chosen filter type should have a
capture efficiency of not less than 95 % and be suitable for collection of stable samples of isocyanate.
4)
MP-impregnated glass fibre [GF/A ] filters have been found to be suitable.
6.3 Filter holder
[10]
Details of suitable sampling heads are given in MDHS14/3 . A 25 mm Institute of Occupational Medicine
head fitted with a stainless steel cassette is recommended for filter samples. For aerosol sampling using the
5)
impinger/filter combination, it has been found to be more convenient to use the 25 mm Swinnex filter holder.
6.4 Midget impinger
[11],[12]
A number of designs of bubblers and impingers are available . A midget impinger consists of a
graduated receiver and a tapered inlet tube.
NOTE “Non-spill” impingers are commercially available.
6.5 Sampling pump
The pump shall fulfil the requirements of EN 1232 or equivalent. The sampling pump should be in accordance
with prevailing safety regulations.
6.6 Tubing
Plastic, rubber or other suitable tubing about 900 mm long of appropriate diameter to ensure a leak-proof fit to
both pump and sample tube or tube holder, if used. Fluoroelastomer or similar tubing has been found to have
fewer problems due to extraction of contaminants associated with it. It is not recommended to use any tubing
upstream of the first collection element (filter or impinger) as sample losses may occur.
4) Example of a suitable product available commercially. This information is given for the convenience of users of this
International Standard and does not constitute an endorsement by ISO of this product.
5) Example of a suitable product available commercially. This information is given for the convenience of users of this
International Standard and does not constitute an endorsement by ISO of this product.
6 © ISO 2007 – All rights reserved
6.7 Flowmeter
Flowmeter, portable, capable of measuring the appropriate flow rate to within ± 5 %, and calibrated against a
[10]
primary standard . Flowmeters incorporated in sampling pumps are not suitable for accurate measurement
of the flow rate. However, they can be useful for monitoring the performance of samplers, provided they have
adequate sensitivity.
6.8 Filtration equipment
A solvent resistant filter unit of < 0,5 µm pore size for filtration of LC solvents. Syringeless filters or < 0,5 µm
syringe filters for filtration of the desorbed samples prior to LC analysis.
6.9 Ancillary equipment
Belts or harnesses, to which the sampling pump may be conveniently fixed, unless the pump is sufficiently
small to fit into a worker's pocket.
Flat tipped tweezers for handling the filters.
Protective holder for impinger.
Charcoal trap to protect the sampling pumps from toluene vapour (if plastic pumps are being used).
6.10 Liquid chromatograph
An HPLC linked to ultraviolet (UV) and electrochemical (EC) detectors is required. The EC detector should be
used in the oxidation mode. A diode array detector (DAD) is also advisable for confirmation of identification.
Temperature fluctuations must be avoided in order to obtain the sensitivity required in this method. This can
be achieved by fitting the HPLC column and EC detector with a thermostat. EC performance can be improved
by recirculating the mobile phase in a closed loop and by use of a guard cell (set to ~50 mV above analytical
cell potential) before the injector. A pulse dampener will also decrease the LC system noise (pulse ripple) and
so increase signal to noise ratio.
6.11 Autosampler
These are commercially available.
7 Sampling
NOTE The existing analytical methods for the sampling of isocyanates exhibit an as yet unknown bias relative to
each other.
7.1 Calibration of pump
Calibrate the pump with a representative impinger and/or filter assembly in line, using an appropriate external
calibrated meter. If an impinger is used, it shall contain absorbing solution (or toluene).
7.2 General
For long-term samples, select a sampling period of an appropriate duration, such that the filter does not
become overloaded with particulate material.
NOTE An 8 h time-weighted average concentration may be derived from the results of two or more consecutive
samples.
7.3 Preparation of sampling equipment (general)
Clean the samplers (filter cassette and/or impingers) before use. Dismantle the samplers, soak in laboratory
detergent solution, rinse thoroughly with water, wipe with absorptive tissue, and allow to dry thoroughly before
reassembly. Alternatively, use a laboratory washing machine.
7.4 Preparation of sampling equipment (filters)
7.4.1 Preparation of impregnated filters
Accurately weigh out approximately 0,25 g of 1-(2-methoxyphenyl)piperazine and transfer to a 25 ml
volumetric flask. Make up to the mark with anhydrous toluene and shake to mix. This is solution A (see 5.3.2).
In an area free from dust and isocyanates, and using blunt tweezers, place a number of 25 mm glass-fibre
filters on a clean glass plate so that no filters touch. Using a suitable microlitre syringe, dispense 200 µl of
solution A onto the surface of each filter, ensuring that the reagent impregnates the whole filter. Allow the
filters to dry in air for several hours. When completely dry, transfer the filters from the glass plate to a screw-
cap brown bottle using blunt tweezers. Label the bottle with the preparation and “use by” date. Store until
required in a dark cupboard or refrigerator for up to 6 months after preparation.
7.4.2 Preparation of sampling devices (filters)
In an area free from isocyanates, load the filters into clean, dry samplers using clean flat-tipped tweezers.
Connect each loaded sampling head to a sampling pump using plastic tubing ensuring that no leaks can occur.
Switch on the pump, allow to stabilise, and attach the calibrated flowmeter to the sampling head so that it
measures the flow through the sampler inlet orifice, and set the appropriate flow rate with an accuracy of
± 5 %. Switch off the pump and seal the sampler with a protective cover to prevent contamination during
transport to the sampling position.
7.5 Preparation of sampling equipment (impingers)
In an area free from isocyanates and immediately before sampling, transfer 10 ml of the absorbing solution
into an impinger and assemble it. Place the impinger in a protective holder and connect to the sampling pump
with suitable tubing. Ensure that all connections are free from leaks.
7.6 Collection of filter samples (vapour phase samples)
7.6.1 Set-up of filter samplers
In an area free from isocyanates, fix the sampler to the worker, on their lapel, within the breathing zone. Place
the sampling pump in a convenient pocket or attach it to the worker in a manner that causes the minimum
inconvenience, e.g. to a belt around the waist. When ready to begin sampling, remove the protective cover
from the sampler and switch on the pump. Record the time at the start of the sampling period, and if the pump
is equipped with an elapsed time indicator, ensure that this is set to zero.
7.6.2 Collection of filter samples
Draw a measured volume of air through the sampler at a rate of 2,0 l/min. The recommended air volume is
within the range 20 l to 900 l. Since it is possible for a filter to become clogged, monitor the performance of the
sample periodically, a minimum of every 2 hs (or more frequently if heavy filter loadings are suspected) and at
the end of the sampling period. It is preferable to take several short time period samples instead of one long
time period sample if a heavy filter loading is expected. Measure the flow rate with the calibrated flowmeter
and record the measured value. Terminate sampling and consider the sample to be invalid if the flow rate is
not maintained to within ± 5 % of the nominal value throughout the sampling period. Regular observation of
the flow fault indicator is an acceptable means of ensuring that the flow rate of flow-stabilised pumps is
maintained satisfactorily, provided that the flow fault indicator indicates malfunction when the flow rate is
outside ± 5 % of the nominal value.
8 © ISO 2007 – All rights reserved
7.7 Collection of impinger backed by filter samples (isocyanate aerosols)
7.7.1 Rationale for impinger backed by filter sampling
Both filters impregnated with derivatising reagent and impingers containing solutions of derivatising reagent
have been used to collect mixtures of airborne particles and vapour. However, neither of these systems has
been found to be effective alone for all isocyanate environments. Mixtures of airborne particles and/or vapours
(isocyanate aerosols) are not collected satisfactorily on coated filters because the isocyanate may react with
other compounds, either in the airborne particle or already collected on the filter. Furthermore, impingers
appear unsuitable for sampling the range of isocyanate particle sizes likely to be encountered in the workplace,
as particles of less than about 1 µm diameter are inefficiently collected. Similarly isocyanate species present
in large particles (>10 µm) and collected on reagent coated filters may not be efficiently derivatised. The
combination of an impinger followed by a reagent-coated filter should collect both isocyanate aerosols and
vapours satisfactorily (Reference [13]).
7.7.2 Recommended sampling rate for impinger backed by filter
For the impinger backed by filter combination a sampling rate of 1 l/min is suggested. When using an
impinger/filter combination the filter must be placed after the impinger; otherwise the filter will clog with large
particles that may not be efficiently derivatised on the filter; i.e. the sampling train is impinger-filter-pump. The
purpose of the filter is to derivatise any fine particles that may pass through the impinger.
7.8 Measurements to be made at the end of the sampling period
At the end of the sampling period, measure the flow rate with an accuracy of ± 5 % using a calibrated
flowmeter, switch off the sampling pump, and record the flow rate and the time. Also observe the reading on
the elapsed time indicator, where fitted, and consider the sample to be invalid if the reading on the elapsed
time indicator and the timed interval between switching on and switching off the sampling pump do not agree
to within ± 5 %, since this suggests that the sampling pump has not been operating throughout the sampling
period. Calculate the mean flow rate by averaging the flow rate measurements throughout the sampling period
and calculate the volume of air sampled, in litres, by multiplying the flow rate, in litres per minute, by the
sampling time, in minutes.
7.9 Sample logging and field desorption of samples
Reseal the sampler with its protective cover and disconnect it from the sampling pump. Carefully record the
sample identity and all relevant sampling data. Isocyanate species present in large particles (>10 µm) and
collected on reagent-coated filters may not be efficiently derivatise
...
INTERNATIONAL ISO
STANDARD 16702
Second edition
2007-12-15
Workplace air quality — Determination of
total organic isocyanate groups in air
using 1-(2-methoxyphenyl)piperazine and
liquid chromatography
Qualité de l'air des lieux de travail — Dosage des groupements
isocyanates organiques totaux dans l'air par dérivatisation avec la
1-(2-méthoxyphényl)pipérazine et par chromatographie en phase
liquide
Reference number
©
ISO 2007
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Published in Switzerland
ii © ISO 2007 – All rights reserved
Contents Page
Foreword. v
Introduction . vi
1 Scope . 1
2 Normative references . 2
3 Terms and definitions. 2
4 Principle. 3
5 Reagents and materials . 3
6 Apparatus . 6
7 Sampling. 7
7.1 Calibration of pump. 7
7.2 General. 7
7.3 Preparation of sampling equipment (general) . 8
7.4 Preparation of sampling equipment (filters) . 8
7.5 Preparation of sampling equipment (impingers). 8
7.6 Collection of filter samples (vapour phase samples) . 8
7.7 Collection of impinger backed by filter samples (isocyanate aerosols). 9
7.8 Measurements to be made at the end of the sampling period. 9
7.9 Sample logging and field desorption of samples. 9
7.10 Transportation. 9
7.11 Field Blanks. 10
8 Procedure . 10
8.1 Safety precautions. 10
8.2 Cleaning of glassware. 10
8.3 Prereaction of impinger samples before HPLC analysis. 10
8.4 Prereaction of filter samples before HPLC analysis . 10
8.5 HPLC conditions . 10
8.6 Determination of airborne isocyanate for monomeric isocyanates (UV detection) . 11
8.7 Identification of polymeric isocyanates: EC/UV ratio approach. 11
8.8 Confirmation of identification for polymeric isocyanates (prepolymers). 12
8.9 Quantification of airborne isocyanate for polymeric isocyanates (EC detection). 13
8.10 Sampling efficiency . 13
9 Calculations. 14
10 Interferences . 14
11 Uncertainty of measurement . 14
11.1 Introduction . 14
11.2 Assessment of performance characteristics of the method — Sampling considerations
(detailed ISO/IEC Guide 98:1995 approach). 16
11.3 Assessment of performance characteristics of the method — Other considerations —
(detailed ISO/IEC Guide 98:1995 approach). 17
11.4 Mass of compound in field sample blank. 21
11.5 Between-laboratory uncertainty contributions. 22
11.6 Combined uncertainty. 22
11.7 Expanded uncertainty . 22
12 Stability . 22
13 Test report . 22
14 Quality control. 23
Annex A (informative) Determination of sampling efficiency . 24
Annex B (informative) Data used for uncertainty estimates . 25
Annex C (informative) Combined uncertainties for isocyanate formulations. 26
Annex D (informative) Sample chromatograms . 28
Bibliography . 34
iv © ISO 2007 – All rights reserved
Foreword
ISO (the International Organization for Standardization) is a worldwide federation of national standards bodies
(ISO member bodies). The work of preparing International Standards is normally carried out through ISO
technical committees. Each member body interested in a subject for which a technical committee has been
established has the right to be represented on that committee. International organizations, governmental and
non-governmental, in liaison with ISO, also take part in the work. ISO collaborates closely with the
International Electrotechnical Commission (IEC) on all matters of electrotechnical standardization.
International Standards are drafted in accordance with the rules given in the ISO/IEC Directives, Part 2.
The main task of technical committees is to prepare International Standards. Draft International Standards
adopted by the technical committees are circulated to the member bodies for voting. Publication as an
International Standard requires approval by at least 75 % of the member bodies casting a vote.
Attention is drawn to the possibility that some of the elements of this document may be the subject of patent
rights. ISO shall not be held responsible for identifying any or all such patent rights.
ISO 16702 was prepared by Technical Committee ISO/TC 146, Air quality, Subcommittee SC 2, Workplace
atmospheres.
This second edition cancels and replaces the first edition (ISO 16702:2001), which has been technically
revised.
Introduction
Isocyanates (molecules containing the NCO functional group) are highly reactive molecules widely used in
industry in paints, polyurethane foams, plastics, and adhesives. They are known respiratory sensitisers and
are the major cause of chemically induced occupational asthma. Exposure to isocyanates can occur by
inhalation and possibly by contact. Australia, Ireland, and the United Kingdom have set long-term occupational
exposure limits (8 h time-weighted average) of 20 µg/m [total isocyanate (NCO) group] and short-term limits
3 3
(15 min) of 70 µg/m for workplace air. In addition, Finland has set a short term limit (15 min) of 35 µg/m and
1)
Sweden has set long-term occupational exposure limits (8 h time-weighted average) of 5 ppb [total
isocyanate (NCO) group] and short-term limits (15 min) of 10 ppb for workplace air. These limits are for total
isocyanate, i.e. monomeric and all polymeric (also called oligomeric, polyisocyanates, oligo-isocyanates or
prepolymeric) isocyanates.
Sampling and analysis of airborne isocyanates is not easy. Isocyanates occur in a variety of chemical forms,
such as monomers, oligomers, larger and more structurally complex polymers, and mixtures of all these forms.
Isocyanate oligomers and polymers are commonly used in industry as they are less volatile than the
monomers and so pose less of a vapour hazard. Isocyanates occur in a variety of physical forms, e.g. vapours,
aerosols, and liquids. A sampling method that is suitable for one physical form of isocyanates is not
automatically suitable for another. In the workplace, other substances are also present in the air, such as
water vapour, dust, amines and alcohols, depending on the product and process that is being used, and these
can interfere with the liquid chromatography (LC) analysis. Polymeric isocyanate standards are not available,
yet these species must be quantified to give a total isocyanate result.
Due to the reactive nature of the isocyanate group, analysis in the workplace is commonly carried out by
trapping isocyanates with a derivatisation reagent to produce a stable derivative. This International Standard
[1]
method is based upon the UK method for isocyanate determination, MDHS25/3 .
The method traps the isocyanate with 1-(2-methoxyphenyl)piperazine (MP) to form a stable urea derivative.
The urea derivative is analysed by LC with electrochemical (EC) and ultraviolet/visible (UV/vis) detection.
Isocyanates for which a standard exists or can be prepared can be quantified using a UV/vis detector. This
has the advantage that a UV/vis detector is more stable than an EC detector. However, for the majority of
industrially used polymeric isocyanates, no standards exist and these compounds are quantified using the EC
detector, which oxidises the methoxy group on the MP derivatisation reagent. As this group is common to all
MP derivatised isocyanates, the polymeric species can be calibrated using the corresponding isocyanate
monomer.
The procedure used for sampling of workplace isocyanates depends upon their physical form. Filters have
been found to sample vapour effectively. An impinger/filter combination is recommended for aerosol sampling.
This method has been found to be suitable for the commonly occurring mono- and diisocyanates i.e.
methylenebis(phenylisocyanate) (MDI), phenylisocyanate (PI), toluene-2,6-diisocyanate and toluene-2,4-
diisocyanate (TDI), 1,6-(diisocyanato)hexane (HDI), isophoronediisocyanate (IPDI), naphthyldiisocyanate
(NDI), methylenebis(cyclohexylisocyanate) (hydrogenated MDI) and butylisocyanate as well as polymeric
isocyanates based on these monomers.
1) Parts per billion (thousand million).
vi © ISO 2007 – All rights reserved
INTERNATIONAL STANDARD ISO 16702:2007(E)
Workplace air quality — Determination of total organic
isocyanate groups in air using 1-(2-methoxyphenyl)piperazine
and liquid chromatography
1 Scope
This International Standard gives general guidance for the sampling and analysis of airborne organic
isocyanate (NCO) compounds in workplace air.
This International Standard is appropriate for a wide range of organic compounds containing
isocyanate functional groups, including isocyanate monomers and prepolymers. Examples of aromatic
monomers include toluene diisocyanate (TDI) (both 2,4- and 2,6-diisocyanatotoluene), naphthyl diisocyanate
(NDI) (1,5-diisocyanatonaphthalene) and methylenebis(4-phenylisocyanate) [MDI, systematically
named as di-(4-isocyanatophenyl)methane]. Examples of aliphatic monomers include isophorone
diisocyanate (IPDI, systematically named as 1-isocyanato-3-isocyanatomethyl-3,5,5-trimethylcyclohexane),
methylenebis(cyclohexylisocyanate) (hydrogenated MDI, HMDI) and 1,6-diisocyanatohexane (HDI) (also
known as 1,6-hexamethylenediisocyanate). Monomers containing a single isocyanate moiety (e.g. methyl
isocyanate, ethyl isocyanate, phenyl isocyanate, hexyl isocyanate) are produced during thermal degradation
of polyurethanes, i.e. flame bonding and laser cutting. Isocyanate polymers, also called polyisocyanates,
homopolymers, oligomers or prepolymers, are derived from the diisocyanate monomers by self-condensation
or reaction with polyols. Polymeric diisocyanates are widely used in the polyurethanes, paints and coatings,
and adhesives industries.
This International Standard is appropriate for measuring any product containing free isocyanate groups. It was
[1]
developed primarily for the commonly used MDI, HDI, and TDI, and their oligomers and polymers . It has
also been used for IPDI, HMDI, and NDI, and their oligomers and polymers. The exposure limit for
isocyanates in the UK requires measurement of total isocyanate groups, i.e. monomeric diisocyanates,
oligomeric, prepolymeric and polymeric diisocyanates and monoisocyanates. Because there are a wide range
of isocyanate structures and molecular masses, the chromatographic conditions used will need to be varied
according to the isocyanate formulation being determined. If both isocyanates and amines are believed to be
present, and both need to be determined, a standard which enables the simultaneous determination of both
[2]
amines and isocyanates may be more appropriate . This method has also been modified to allow
[3]
determination of mono-isocyanates produced during thermal degradation , the use of mass spectrometric
[4]
detection and other sampling equipment, e.g. 37 mm filters and other filter cassettes, but these
modifications are not covered in this International Standard. If a modified version of this method is being used,
it is the responsibility of the user to demonstrate that the modifications are valid.
The method is used to determine time-weighted average concentrations of organic isocyanates in workplace
atmospheres, and is suitable for sampling over periods in the range 0,5 min to 8 h. The method is designed
for personal monitoring, but can also be used for fixed location monitoring by suitable modification.
NOTE The objective of air monitoring is usually to determine worker exposure and, therefore, the procedures
described in this method are for personal sampling in the breathing zone. The method can be used for background or fixed
location sampling. However, it should be recognised that, due to aerodynamic effects, samplers designed for personal
sampling do not necessarily exhibit the same collection characteristics when used for other purposes.
The method is suitable for the measurement of airborne organic isocyanates in the concentration range from
3 3
approximately 0,1 µg/m to 140 µg/m for a 15 l sample volume. The qualitative and quantitative detection
limits for isocyanate, defined as three times and 10 times the standard deviation of six blank determinations,
have been found to be typically between 0,001 µg and 0,004 µg of isocyanate per sample, respectively
(EC detection). For a 15 l air sample, these values correspond to qualitative and quantitative detection limits of
3 3
0,07 µg/m and 0,3 µg/m , respectively.
2 Normative references
The following referenced documents are indispensable for the application of this document. For dated
references, only the edition cited applies. For undated references, the latest edition of the referenced
document (including any amendments) applies.
ISO 5725-2, Accuracy (trueness and precision) of measurement methods and results — Part 2: Basic method
for the determination of repeatability and reproducibility of a standard measurement method
EN 1232, Workplace atmospheres — Pumps for personal sampling of chemical agents — Requirements and
test methods
3 Terms and definitions
For the purposes of this document, the following terms and definitions apply.
3.1 Isocyanate chemical species
3.1.1
isocyanate
a chemical compound with one or more isocyanate (nitrogen carbon oxygen) functional groups
3.1.2
monomer
a chemical compound that joins with other identical compounds to form dimers, trimers, oligomers or polymers
EXAMPLE Classes of isocyanate monomers include: monoisocyanates, containing one isocyanate functional
group, e.g. methyl isocyanate; diisocyanates, e.g. di(4-isocyanatophenyl)methane (MDI); and triisocyanates, e.g.
tri(4-isocyanatophenyl)methane.
3.1.3
diisocyanate
a chemical compound with two isocyanate functional groups
3.1.4
oligomer
a compound of low relative molecular mass with multiple isocyanate functional groups, formed by the
combination of isocyanate monomers
3.1.5
polyisocyanate
oligo-isocyanate
an isocyanate compound with multiple isocyanate functional groups
3.1.6
prepolymer
the isocyanato-terminated reaction product of a di- or poly-isocyanate with a stochiometric deficiency for a
hydroxyl-terminated polyol; these compounds are then further reacted to form polyurethanes or similar
compounds
3.2 Analytical definitions
3.2.1
time-weighted average concentration
concentration of a chemical agent in the atmosphere, averaged over the reference period
2 © ISO 2007 – All rights reserved
3.2.2
field blank
sampler that is taken through the same handling procedure as a sample, except that it is not used for
sampling, i.e. sampling media is loaded into a sampler, transported to the sampling site, derivatised when field
samples are derivatised, and analysed with field samples
3.3 Statisitical definition
uncertainty
〈of measurement〉 parameter, associated with the result of a measurement, that characterises the dispersion
of the values that could reasonably be attributed to the measurand
[5]
[ISO/IEC Guide 98:1995 , 2.2.3]
NOTE 1 The parameter can be, for example, a standard deviation (or a given multiple of it), or the width of a
confidence interval.
NOTE 2 Uncertainty of measurement comprises, in general, many components. Some of these components can be
evaluated from the statistical distribution of the results of series of measurements and can be characterised by standard
deviations. The other components, which can also be characterised by standard deviations, are evaluated from assumed
probability distributions based on experience or other information. This is often referred to as type A and type B
evaluations of uncertainty, respectively.
4 Principle
The choice of sampling device used in this method depends upon the physical form of the isocyanate being
sampled. For an isocyanate aerosol, a glass impinger containing 1-(2-methoxyphenyl)piperazine (MP) solution
backed by a filter impregnated with the MP reagent is used. For an isocyanate vapour, then an MP
impregnated filter may be used on its own.
A measured volume of air is drawn through a glass impinger containing 1-(2-methoxyphenyl)piperazine (MP)
solution backed by a filter impregnated with the MP reagent (isocyanate aerosol) or a filter impregnated with
the MP reagent (isocyanate vapour). Any organic isocyanates present will react to form non-volatile urea
derivatives. The resultant solution is concentrated and analysed by high-performance liquid chromatography
(HPLC) with ultraviolet/visible (UV) and electrochemical (EC) detection. Isocyanate-derived peaks are
identified on the basis of their EC and UV responses and also by diode array detection (DAD) spectral library
[6]
matching, mass spectrometry (where available), and comparison with derivatising bulk . For isocyanates for
which a standard MP derivative is available, e.g. HDI, MDI, TDI isomers, UV can be used for quantification. If
no suitable standard is available, i.e. for isocyanate oligomers, prepolymers and polymers, quantification is by
EC, using the relevant isocyanate monomer standard for calibration. The total isocyanate-in-air concentration
is calculated from the sum of all the isocyanate-derived peaks.
5 Reagents and materials
Use only reagents of recognised analytical grade and only distilled water or water of equivalent purity.
5.1 MP reagent [1-(2-methoxyphenyl)piperazine]
This reagent is commercially available at appropriate (> 98 % by mass) purity.
5.2 Reagent solvent
The reagent solvent, commonly toluene, should be of chromatographic quality. It must be free from
compounds co-eluting with the substances of interest. Before use for the preparation of impregnated filters or
for preparation of monomer standards, it is advisable to dry the solvent with anhydrous calcium chloride or
magnesium sulfate. This step may be omitted for preparation of the absorbing solution as it will pick up
atmospheric moisture during sampling.
5.3 Reagent solutions
5.3.1 Absorbing solution
Accurately weigh approximately 50 mg of MP and transfer to a dry 100 ml volumetric flask. Dissolve and make
up to the mark with reagent solvent, and mix thoroughly. Dilute 10 ml of this stock solution to 100 ml with
reagent solvent in a second volumetric flask to give a 260 µM absorbing solution.
5.3.2 Preparation of solution for impregnating filters (solution A)
Accurately weigh out approximately 0,25 g of MP and transfer to a 25 ml volumetric flask. Make up to the
mark with anhydrous reagent solvent and shake to mix.
5.3.3 Stability of reagent solutions
Prepare fresh solutions weekly.
5.4 Calibration standards
5.4.1. Preparation of monomer derivatives
Add 0,1 g of the appropriate isocyanate (~1 mmol for the common diisocyanates such as HDI, TDI and MDI)
to 0,6 g (~3 mmol) of MP dissolved in dry toluene (10 ml) and leave to stand for 1 h. A white crystalline urea is
2)
precipitated. Collect this on a filter paper (e.g. Whatman No 1 ) and wash several times with dry toluene to
remove excess reagent. Recrystallise the urea from toluene, by warming to about 60 °C and slowly adding
methanol to dissolve the urea. Allow to cool and then filter the resulting crystals, washing with cold, dry
toluene. Dry the solid in air. The urea derivatives of the mono- and most diisocyanates are only slightly soluble
in toluene but readily soluble in methanol or acetonitrile.
5.4.2 Alternative procedure for the less soluble isocyanate derivatives
MDI and HMDI are rather insoluble in toluene and the alternative method of preparation given below may be
more suitable for these compounds. Slowly add a solution of the appropriate isocyanate (0,25 g, ~2 mmol
NCO for MDI and HMDI) in dichloromethane (25 ml) to a solution of 1-(2-methoxyphenyl)piperazine (1 g,
~5 mmol) in dichloromethane (50 ml). A white suspension will form. Add this dropwise to a beaker of hexane
(500 ml) while stirring. Filter the resultant precipitate and redissolve it in a minimum volume of
dichloromethane. Add hexane to reprecipitate the solid, filter this and wash with hexane. Dry the urea
derivative in air.
NOTE This second method may also be used for isocyanate oligomers, polymers and prepolymers.
5.4.3 Preparation of standard solutions of recrystallised isocyanate monomer derivatives
5.4.3.1 Weigh out a known mass of the urea derivative, place in a 100 ml volumetric flask and make up to
the mark with acetonitrile or methanol. Take aliquots of this solution and dilute volumetrically in acetonitrile or
HPLC mobile phase to create a series of standard solutions over the NCO concentration range 0,01 µg/ml to
1,0 µg/ml.
5.4.3.2 Prepare further standard solutions if the concentration range of the samples exceeds that of the
standards.
2) Example of a suitable product available commercially. This information is given for the convenience of users of this
International Standard and does not constitute an endorsement by ISO of this product.
4 © ISO 2007 – All rights reserved
5.4.3.3 The concentration of isocyanate in the standard, ρ , in micrograms per millilitre, is given by
NCO
Equation (1):
ρ M n
U NCO
(1)
ρ =
NCO
M
U
where
ρ is the concentration, in micrograms per millilitre, of the urea derivative in the standard;
U
M is the relative molecular mass of NCO;
NCO
n is the number of isocyanate groups per molecule;
M is the relative molecular mass of the urea derivative.
U
5.5 Stability of isocyanate ureas and their solutions
Stock solutions of isocyanate monomer derivatives have been found to be stable for ~ 6 months if kept in a
[7]
freezer . A mixture of 2,4-TDI and 2,6-TDI on filters and in toluene solution has been found to be stable for
[8]
up to 90 days (73 %, filter, and 81 %, toluene solution, recoveries, respectively) . MDI on filters has been
[1]
found to be stable for at least 6 months [HSE Workplace Analysis Scheme for Proficiency (WASP) data]. An
3)
isocyanate prepolymer [Desmodur N 3390 ] spiked onto MP filters was found to be stable for 27 days
[9]
(average recovery 91 ± 11 %, spiked at three levels, 0,1, 1 and 2 µg/filter) .
5.6 HPLC mobile phase
The exact composition of the mobile phase used depends on the isocyanate formulation being determined.
The more acetonitrile in the mobile phase, the faster the peaks will elute. A “slow” mobile phase can be used
for monomeric diisocyanates and monoisocyanate MP derivatives. For the polymeric isocyanate MP
derivatives, a “fast” mobile phase is more suitable. Care must be taken to elute all the polymeric MP
derivatives and not to lose any monomeric species under the acetylated MP reagent peak at the start of the
chromatogram.
5.6.1 Preparation of “slow” mobile phase
A “slow” mobile phase, suitable for the determination of monomeric diisocyanates and mono-isocyanates, is
prepared as follows. Dissolve 5 g of anhydrous sodium acetate in 1 l water. Adjust the pH of this solution to
6,0 with glacial acetic acid. Add 550 ml of this solution to acetonitrile (450 ml) and degas this solution by
filtering under vacuum or by bubbling a stream of helium through it to give a volume mixture of 45 %
acetonitrile and 55 % sodium acetate buffer.
5.6.2 Preparation of “fast” mobile phase
A “fast” mobile phase, suitable for the determination of polymeric diisocyanates, is prepared as follows.
Dissolve 5 g of anhydrous sodium acetate in 1 l water. Adjust the pH of this solution to 6,0 with glacial acetic
acid. Add 400 ml of this solution to acetonitrile (600 ml) and degas this solution by filtering under vacuum or by
bubbling a stream of helium through it to give a volume mixture of 60 % acetonitrile and 40 % sodium acetate
buffer.
3) Example of a suitable product available commercially. This information is given for the convenience of users of this
International Standard and does not constitute an endorsement by ISO of this product.
5.7 Calibration blend atmosphere
Prepare an atmosphere of a known concentration of the substance or substances of interest in air by a
recognised method. Methods described in ISO 6145 (all parts) are suitable. Confirm the delivered atmosphere
concentration using an independent method.
6 Apparatus
Before sampling and analysis, clean all glassware, including impingers (8.2).
Usual laboratory apparatus and, in particular, the following.
6.1 Sampler
The choice of sampler used depends on the form in which the isocyanate is present. For vapour phase
isocyanates, sampling can be carried out using an impregnated filter only. For mixtures of airborne particles
and vapour, the use of an impinger backed by an impregnated filter is recommended. Details of alternative
sampling procedures are given below.
6.2 Filter
Filters of diameter 25 mm are suitable for use in the selected sampler. The chosen filter type should have a
capture efficiency of not less than 95 % and be suitable for collection of stable samples of isocyanate.
4)
MP-impregnated glass fibre [GF/A ] filters have been found to be suitable.
6.3 Filter holder
[10]
Details of suitable sampling heads are given in MDHS14/3 . A 25 mm Institute of Occupational Medicine
head fitted with a stainless steel cassette is recommended for filter samples. For aerosol sampling using the
5)
impinger/filter combination, it has been found to be more convenient to use the 25 mm Swinnex filter holder.
6.4 Midget impinger
[11],[12]
A number of designs of bubblers and impingers are available . A midget impinger consists of a
graduated receiver and a tapered inlet tube.
NOTE “Non-spill” impingers are commercially available.
6.5 Sampling pump
The pump shall fulfil the requirements of EN 1232 or equivalent. The sampling pump should be in accordance
with prevailing safety regulations.
6.6 Tubing
Plastic, rubber or other suitable tubing about 900 mm long of appropriate diameter to ensure a leak-proof fit to
both pump and sample tube or tube holder, if used. Fluoroelastomer or similar tubing has been found to have
fewer problems due to extraction of contaminants associated with it. It is not recommended to use any tubing
upstream of the first collection element (filter or impinger) as sample losses may occur.
4) Example of a suitable product available commercially. This information is given for the convenience of users of this
International Standard and does not constitute an endorsement by ISO of this product.
5) Example of a suitable product available commercially. This information is given for the convenience of users of this
International Standard and does not constitute an endorsement by ISO of this product.
6 © ISO 2007 – All rights reserved
6.7 Flowmeter
Flowmeter, portable, capable of measuring the appropriate flow rate to within ± 5 %, and calibrated against a
[10]
primary standard . Flowmeters incorporated in sampling pumps are not suitable for accurate measurement
of the flow rate. However, they can be useful for monitoring the performance of samplers, provided they have
adequate sensitivity.
6.8 Filtration equipment
A solvent resistant filter unit of < 0,5 µm pore size for filtration of LC solvents. Syringeless filters or < 0,5 µm
syringe filters for filtration of the desorbed samples prior to LC analysis.
6.9 Ancillary equipment
Belts or harnesses, to which the sampling pump may be conveniently fixed, unless the pump is sufficiently
small to fit into a worker's pocket.
Flat tipped tweezers for handling the filters.
Protective holder for impinger.
Charcoal trap to protect the sampling pumps from toluene vapour (if plastic pumps are being used).
6.10 Liquid chromatograph
An HPLC linked to ultraviolet (UV) and electrochemical (EC) detectors is required. The EC detector should be
used in the oxidation mode. A diode array detector (DAD) is also advisable for confirmation of identification.
Temperature fluctuations must be avoided in order to obtain the sensitivity required in this method. This can
be achieved by fitting the HPLC column and EC detector with a thermostat. EC performance can be improved
by recirculating the mobile phase in a closed loop and by use of a guard cell (set to ~50 mV above analytical
cell potential) before the injector. A pulse dampener will also decrease the LC system noise (pulse ripple) and
so increase signal to noise ratio.
6.11 Autosampler
These are commercially available.
7 Sampling
NOTE The existing analytical methods for the sampling of isocyanates exhibit an as yet unknown bias relative to
each other.
7.1 Calibration of pump
Calibrate the pump with a representative impinger and/or filter assembly in line, using an appropriate external
calibrated meter. If an impinger is used, it shall contain absorbing solution (or toluene).
7.2 General
For long-term samples, select a sampling period of an appropriate duration, such that the filter does not
become overloaded with particulate material.
NOTE An 8 h time-weighted average concentration may be derived from the results of two or more consecutive
samples.
7.3 Preparation of sampling equipment (general)
Clean the samplers (filter cassette and/or impingers) before use. Dismantle the samplers, soak in laboratory
detergent solution, rinse thoroughly with water, wipe with absorptive tissue, and allow to dry thoroughly before
reassembly. Alternatively, use a laboratory washing machine.
7.4 Preparation of sampling equipment (filters)
7.4.1 Preparation of impregnated filters
Accurately weigh out approximately 0,25 g of 1-(2-methoxyphenyl)piperazine and transfer to a 25 ml
volumetric flask. Make up to the mark with anhydrous toluene and shake to mix. This is solution A (see 5.3.2).
In an area free from dust and isocyanates, and using blunt tweezers, place a number of 25 mm glass-fibre
filters on a clean glass plate so that no filters touch. Using a suitable microlitre syringe, dispense 200 µl of
solution A onto the surface of each filter, ensuring that the reagent impregnates the whole filter. Allow the
filters to dry in air for several hours. When completely dry, transfer the filters from the glass plate to a screw-
cap brown bottle using blunt tweezers. Label the bottle with the preparation and “use by” date. Store until
required in a dark cupboard or refrigerator for up to 6 months after preparation.
7.4.2 Preparation of sampling devices (filters)
In an area free from isocyanates, load the filters into clean, dry samplers using clean flat-tipped tweezers.
Connect each loaded sampling head to a sampling pump using plastic tubing ensuring that no leaks can occur.
Switch on the pump, allow to stabilise, and attach the calibrated flowmeter to the sampling head so that it
measures the flow through the sampler inlet orifice, and set the appropriate flow rate with an accuracy of
± 5 %. Switch off the pump and seal the sampler with a protective cover to prevent contamination during
transport to the sampling position.
7.5 Preparation of sampling equipment (impingers)
In an area free from isocyanates and immediately before sampling, transfer 10 ml of the absorbing solution
into an impinger and assemble it. Place the impinger in a protective holder and connect to the sampling pump
with suitable tubing. Ensure that all connections are free from leaks.
7.6 Collection of filter samples (vapour phase samples)
7.6.1 Set-up of filter samplers
In an area free from isocyanates, fix the sampler to the worker, on their lapel, within the breathing zone. Place
the sampling pump in a convenient pocket or attach it to the worker in a manner that causes the minimum
inconvenience, e.g. to a belt around the waist. When ready to begin sampling, remove the protective cover
from the sampler and switch on the pump. Record the time at the start of the sampling period, and if the pump
is equipped with an elapsed time indicator, ensure that this is set to zero.
7.6.2 Collection of filter samples
Draw a measured volume of air through the sampler at a rate of 2,0 l/min. The recommended air volume is
within the range 20 l to 900 l. Since it is possible for a filter to become clogged, monitor the performance of the
sample periodically, a minimum of every 2 hs (or more frequently if heavy filter loadings are suspected) and at
the end of the sampling period. It is preferable to take several short time period samples instead of one long
time period sample if a heavy filter loading is expected. Measure the flow rate with the calibrated flowmeter
and record the measured value. Terminate sampling and consider the sample to be invalid if the flow rate is
not maintained to within ± 5 % of the nominal value throughout the sampling period. Regular observation of
the flow fault indicator is an acceptable means of ensuring that the flow rate of flow-stabilised pumps is
maintained satisfactorily, provided that the flow fault indicator indicates malfunction when the flow rate is
outside ± 5 % of the nominal value.
8 © ISO 2007 – All rights reserved
7.7 Collection of impinger backed by filter samples (isocyanate aerosols)
7.7.1 Rationale for impinger backed by filter sampling
Both filters impregnated with derivatising reagent and impingers containing solutions of derivatising reagent
have been used to collect mixtures of airborne particles and vapour. However, neither of these systems has
been found to be effective alone for all isocyanate environments. Mixtures of airborne particles and/or vapours
(isocyanate aerosols) are not collected satisfactorily on coated filters because the isocyanate may react with
other compounds, either in the airborne particle or already collected on the filter. Furthermore, impingers
appear unsuitable for sampling the range of isocyanate particle sizes likely to be encountered in the workplace,
as particles of less than about 1 µm diameter are inefficiently collected. Similarly isocyanate species present
in large particles (>10 µm) and collected on reagent coated filters may not be efficiently derivatised. The
combination of an impinger followed by a reagent-coated filter should collect both isocyanate aerosols and
vapours satisfactorily (Reference [13]).
7.7.2 Recommended sampling rate for impinger backed by filter
For the impinger backed by filter combination a sampling rate of 1 l/min is suggested. When using an
impinger/filter combination the filter must be placed after the impinger; otherwise the filter will clog with large
particles that may not be efficiently derivatised on the filter; i.e. the sampling train is impinger-filter-pump. The
purpose of the filter is to derivatise any fine particles that may pass through the impinger.
7.8 Measurements to be made at the end of the sampling period
At the end of the sampling period, measure the flow rate with an accuracy of ± 5 % using a calibrated
flowmeter, switch off the sampling pump, and record the flow rate and the time. Also observe the reading on
the elapsed time indicator, where fitted, and consider the sample to be invalid if the reading on the elapsed
time indicator and the timed interval between switching on and switching off the sampling pump do not agree
to within ± 5 %, since this suggests that the sampling pump has not been operating throughout the sampling
period. Calculate the mean flow rate by averaging the flow rate measurements throughout the sampling period
and calculate the volume of air sampled, in litres, by multiplying the flow rate, in litres per minute, by the
sampling time, in minutes.
7.9 Sample logging and field desorption of samples
Reseal the sampler with its protective cover and disconnect it from the sampling pump. Carefully record the
sample identity and all relevant sampling data. Isocyanate species present in large particles (>10 µm) and
collected on reagent-coated filters may not be efficiently derivatised. For this reason, it is advisable to field-
desorb the filter immediately after sampling with MP absorbing solution (5.3.1).
7.10 Transportation
7.10.1 Transportation of filter samples
For transport to the laboratory, remove each filter from the sampler, place in a 50 mm ¯ 35 mm glass vial
containing 2 ml MP absorbing solution (5.3.1) and cap the vial. If deposition from aerosols is suspected, rinse
the inlet of the sampler head with a little MP absorbing solution.
7.10.2 Transportation of impinger samples
For impingers, transfer the contents to a glass vial and seal with a poly(tetrafluoroethylene)-lined screw-cap.
Rinse the impinger and its inlet tube with a small volume of reagent solvent and add the washings to the vial.
It is not necessary to note the final volume of the solution or to make it up to its original volume.
7.11 Field Blanks
Field blanks (3.2.2) should be prepared by using samplers identical to those used for sampling and subjecting
them to the same handling procedure as the samples except for the actual period of sampling. Label these as
field blanks.
8 Procedure
8.1 Safety precautions
WARNING — Wear disposable gloves during analysis to reduce the poss
...
NORME ISO
INTERNATIONALE 16702
Deuxième édition
2007-12-15
Qualité de l'air des lieux de travail —
Dosage des groupements
isocyanates organiques totaux
dans l'air par dérivatisation avec
la 1-(2-méthoxyphényl)pipérazine et par
chromatographie en phase liquide
Workplace air quality — Determination of total organic isocyanate
groups in air using 1-(2-methoxyphenyl)piperazine and liquid
chromatography
Numéro de référence
©
ISO 2007
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E-mail copyright@iso.org
Web www.iso.org
Publié en Suisse
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Sommaire Page
Avant-propos. v
Introduction . vi
1 Domaine d'application. 1
2 Références normatives . 2
3 Termes et définitions. 2
4 Principe. 3
5 Réactifs et matériaux. 4
6 Appareillage . 6
7 Prélèvement. 8
7.1 Réglage de la pompe. 8
7.2 Généralités . 8
7.3 Préparation de l'équipement de prélèvement (généralités) . 8
7.4 Préparation de l'équipement de prélèvement (filtres). 8
7.5 Préparation de l'équipement de prélèvement (impacteurs) . 9
7.6 Prélèvement des échantillons sur filtre (échantillons en phase vapeur). 9
7.7 Prélèvement d'échantillons dans un impacteur suivi d'un filtre (isocyanates sous forme
d'aérosols). 9
7.8 Mesurages devant être faits à la fin de la période de prélèvement . 10
7.9 Enregistrement des échantillons et désorption de terrain des échantillons . 10
7.10 Transport . 10
7.11 Blancs . 10
8 Mode opératoire . 11
8.1 Précautions de sécurité . 11
8.2 Nettoyage de la verrerie . 11
8.3 Dérivatisation des échantillons prélevés par impacteur avant analyse par CLHP. 11
8.4 Dérivatisation des échantillons prélevés sur filtre avant analyse par CLHP . 11
8.5 Conditions de CLHP . 11
8.6 Dosage des isocyanates atmosphériques monomères (détection UV) . 12
8.7 Identification des isocyanates polymères: rapport de réponse EC/UV . 12
8.8 Confirmation de l'identification des isocyanates polymères (prépolymères). 14
8.9 Quantification des isocyanates polymères atmosphériques (détection EC) . 14
8.10 Efficacité de l'échantillonnage . 15
9 Calculs . 15
10 Interférences . 15
11 Incertitude de mesure. 16
11.1 Introduction . 16
11.2 Évaluation des caractéristiques de performance de la méthode — Considérations
relatives aux prélèvements (approche détaillée de l'ISO/CEI Guide 98:1995). 17
11.3 Évaluation des caractéristiques de performance de la méthode — Autres considérations
(approche détaillée de l'ISO/CEI Guide 98:1995). 19
11.4 Masse du composé dans le blanc de terrain . 23
11.5 Contributions à l'incertitude interlaboratoires . 23
11.6 Incertitude composée. 23
11.7 Incertitude élargie. 24
12 Stabilité . 24
13 Rapport d'essai . 24
14 Contrôle qualité. 24
Annexe A (informative) Détermination de l'efficacité de l'échantillonnage. 25
Annexe B (informative) Données utilisées pour les estimations d'incertitude . 26
Annexe C (informative) Incertitudes composées pour différents types d'isocyanates . 28
Annexe D (informative) Exemples de chromatogrammes. 30
Bibliographie . 36
iv © ISO 2007 – Tous droits réservés
Avant-propos
L'ISO (Organisation internationale de normalisation) est une fédération mondiale d'organismes nationaux de
normalisation (comités membres de l'ISO). L'élaboration des Normes internationales est en général confiée
aux comités techniques de l'ISO. Chaque comité membre intéressé par une étude a le droit de faire partie du
comité technique créé à cet effet. Les organisations internationales, gouvernementales et non
gouvernementales, en liaison avec l'ISO participent également aux travaux. L'ISO collabore étroitement avec
la Commission électrotechnique internationale (CEI) en ce qui concerne la normalisation électrotechnique.
Les Normes internationales sont rédigées conformément aux règles données dans les Directives ISO/CEI,
Partie 2.
La tâche principale des comités techniques est d'élaborer les Normes internationales. Les projets de Normes
internationales adoptés par les comités techniques sont soumis aux comités membres pour vote. Leur
publication comme Normes internationales requiert l'approbation de 75 % au moins des comités membres
votants.
L'attention est appelée sur le fait que certains des éléments du présent document peuvent faire l'objet de
droits de propriété intellectuelle ou de droits analogues. L'ISO ne saurait être tenue pour responsable de ne
pas avoir identifié de tels droits de propriété et averti de leur existence.
L'ISO 16702 a été élaborée par le comité technique ISO/TC 146, Qualité de l'air, sous-comité SC 2,
Atmosphères des lieux de travail.
Cette deuxième édition annule et remplace la première édition (ISO 16702:2001), qui a fait l'objet d'une
révision technique.
Introduction
Les isocyanates (molécules contenant le groupement fonctionnel NCO) sont des molécules fortement
réactives couramment utilisées dans l'industrie pour produire des peintures, des mousses de polyuréthane,
des matières plastiques et des adhésifs. Ils constituent des allergènes respiratoires reconnus à l'origine de la
majorité des asthmes professionnels induits par des agents chimiques. L'exposition aux isocyanates peut se
produire par inhalation et éventuellement par contact. L'Australie, l'Irlande et le Royaume-Uni ont fixé une
limite d'exposition professionnelle à long terme (valeur moyenne pondérée sur une durée de 8 h) égale à
3 3
20 µg/m [groupements isocyanates (NCO) totaux] ainsi qu'une limite à court terme (15 min) de 70 µg/m pour
l'air des lieux de travail. La Finlande a également fixé une limite à court terme (15 min) de 35 µg/m , tandis
que la Suède a fixé une limite d'exposition professionnelle à long terme (valeur moyenne pondérée sur une
1)
durée de 8 h) égale à 5 ppb [groupements isocyanates (NCO) totaux] et une limite à court terme (15 min) de
10 ppb pour l'air des lieux de travail. Ces limites s'appliquent à l'ensemble des isocyanates, c'est-à-dire aux
isocyanates monomères et à tous leurs polymères (également appelés oligomères, poly-isocyanates,
oligo-isocyanates ou prépolymères).
Le prélèvement et l'analyse des isocyanates atmosphériques ne sont pas faciles. Les isocyanates se
présentent sous diverses formes chimiques: monomères, oligomères, polymères de plus grande taille et de
structure plus complexe et combinaisons de toutes ces formes. Les oligomères et polymères d'isocyanates
sont couramment utilisés dans l'industrie car ils sont moins volatils que les monomères et, de ce fait, le
danger associé à la présence de vapeur s'en trouve réduit. Les isocyanates apparaissent sous différentes
formes physiques telles que vapeurs, aérosols et liquides. Une méthode de prélèvement adaptée à une forme
physique de groupement isocyanate ne l'est pas nécessairement pour une autre. L'air des lieux de travail
contient également d'autres substances (vapeur d'eau, poussières, amines et alcools, par exemple) dont la
concentration varie selon le produit et le procédé de fabrication utilisé et qui peuvent créer des interférences
lors de l'analyse par chromatographie en phase liquide (CPL). Il n'existe aucun étalon de polymères
d'isocyanates et, malgré tout, ces espèces doivent être quantifiées de manière à obtenir un résultat
d'isocyanates totaux.
Étant donné la nature réactive des groupements isocyanates, l'analyse sur les lieux de travail consiste
généralement à piéger les isocyanatess à l'aide d'un réactif spécifique afin d'obtenir un dérivé stable. La
méthode de la présente Norme internationale est basée sur la méthode de dosage des isocyanates du
[1]
Royaume-Uni, MDHS25/3 .
Cette méthode piège les isocyanates à l'aide de la 1-(2-méthoxyphényl)pipérazine (MP), pour former le dérivé
uréide stable qui est ensuite analysé par CPL avec détection électrochimique (EC) et ultraviolette/visible
(UV/vis). Les isocyanates pour lesquels il existe une référence ou une méthode de préparation peuvent être
quantifiés à l'aide d'un détecteur UV/vis. Le détecteur UV/vis a l'avantage d'être plus stable que le détecteur
EC. Cependant, pour la majorité des polymères d'isocyanates utilisés dans l'industrie, il n'existe aucun étalon
et ces composés sont quantifiés à l'aide d'un détecteur EC qui oxyde le groupement méthoxy présent sur le
réactif de dérivation MP. Comme ce groupement est commun à tous les isocyanates dérivés par la MP, les
espèces polymères peuvent être étalonnées en utilisant le monomère d'isocyanate correspondant.
Le mode opératoire de prélèvement sur les lieux de travail dépend de la forme physique des isocyanates. Les
filtres se sont avérés efficaces pour prélever les vapeurs tandis qu'une combinaison impacteur/filtre est
recommandée pour prélever les aérosols. Cette dernière méthode s'est révélée adaptée pour les composés
mono- et diisocyanates les plus courants, c'est-à-dire le méthylène bis(phényle isocyanate) (MDI), le
phénylisocyanate (PI), le 2,6-diisocyanate de toluène et le 2,4-diisocyanate de toluène (TDI), le
1,6-hexaméthylène de diisocyanate (HDI), le diisocyanate d'isophorone (IPDI), le diisocyanate de naphthylène
(NDI), le méthylène bis(cyclohexylisocyanate) (MDI hydrogéné) et l'isocyanate de butyle, ainsi que les
polymères d'isocyanates issus de ces monomères.
1) Partie par milliard (mille millions) («billion» = «milliard» en anglais).
vi © ISO 2007 – Tous droits réservés
NORME INTERNATIONALE ISO 16702:2007(F)
Qualité de l'air des lieux de travail — Dosage des groupements
isocyanates organiques totaux dans l'air par dérivatisation avec
la 1-(2-méthoxyphényl)pipérazine et par chromatographie en
phase liquide
1 Domaine d'application
La présente Norme internationale donne des lignes directrices sur l'échantillonnage et l'analyse des
isocyanates organiques (NCO) présents dans l'air des lieux de travail.
Elle est applicable à une large gamme de composés organiques contenant des groupements fonctionnels
isocyanates, y compris les monomères et les prépolymères d'isocyanates. Les monomères aromatiques
incluent, par exemple, le diisocyanate de toluène (TDI) (le 2,4- et le 2,6-diisocyanatotoluène), le diisocyanate
de naphthylène (NDI) (1,5-diisocyanatonaphtalène) et le méthylène bis(4-phényle isocyanate) [(MDI)
[systématiquement nommé di-(4-isocyanatophényl)méthane]. Les monomères aliphatiques incluent, par
exemple, le diisocyanate d'isophorone (IPDI), systématiquement nommé 1-isocyanato-3-isocyanatométhyl-
3,5,5-triméthylcyclohexane), le méthylène bis(cyclohexylisocyanate) (MDI hydrogéné, HMDI) et le
1,6-hexaméthylène diisocyanate (HDI) (aussi connu comme 1,6-hexaméthylènediisocyanate). Les
monomères contenant un seul groupement isocyanate (isocyanate de méthyle, isocyanate d'éthyle,
isocyanate de phényle, isocyanate d'hexyle, par exemple) sont produits pendant la décomposition thermique
des polyuréthanes, c'est-à-dire pendant le collage à la flamme et la découpe au laser. Les polymères
d'isocyanates, également appelés polyisocyanates, les homopolymères, les oligomères ou les prépolymères
sont dérivés des monomères de diisocyanates par autocondensation ou par réaction avec des polyols. Les
diisocyanates polymères sont largement utilisés dans les polyuréthanes, les peintures, les revêtements et les
adhésifs.
La présente Norme internationale est applicable au mesurage de tout produit contenant des groupements
isocyanates libres. Elle a initialement été élaborée pour les composés MDI, HDI et TDI les plus couramment
[1]
utilisés, ainsi que pour leurs oligomères et polymères . Elle a également été utilisée pour les composés IPDI,
HMDI et NDI et leurs oligomères et leurs polymères. Au Royaume-Uni, la valeur limite d'exposition pour les
isocyanates impose de mesurer les groupements isocyanates totaux (c’est-à-dire les diisocyanates
monomères, les diisocyanates oligomères, les prépolymères et les polymères et les monoisocyanates). Étant
donné la grande diversité de structure et de masses moléculaires des isocyanates, il sera nécessaire de faire
varier les conditions chromatographiques en fonction du type d'isocyanates à doser. Si la présence
simultanée d'isocyanates et d'amines est soupçonnée, il peut être plus approprié de recourir à une norme qui
[2]
permet de doser simultanément les deux types de substances . Cette méthode a également été modifiée
[3]
pour permettre de doser les monoisocyanates produits pendant une décomposition thermique , d'utiliser la
[4]
détection par spectrométrie de masse et d'autres équipement de prélèvement, par exemple des filtres de
37 mm et d'autres cassettes de filtres, mais ces modifications ne sont pas couvertes par la présente Norme
internationale. Si une version modifiée de cette méthode est utilisée, il est de la responsabilité de l'utilisateur
de démontrer que les modifications sont valides.
La présente méthode est utilisée pour déterminer les concentrations moyennes d'isocyanates organiques
dans l'atmosphère des lieux de travail sur une durée de prélèvement déterminée. Elle est applicable à des
durées de prélèvement comprises entre 0,5 min et 8 h. La méthode a été élaborée pour des prélèvements
individuels mais elle peut également servir pour des mesures à points fixes, sous réserve de modifications
appropriées.
NOTE Les prélèvements atmosphériques ont généralement pour but de déterminer l'exposition des travailleurs et, de
ce fait, les modes opératoires décrits dans la présente méthode sont destinés à la mise en œuvre de prélèvements
effectués dans la zone respiratoire des personnes. Cette méthode peut être utilisée pour la mesure du niveau d'ambiance
(poste fixe) ou pour des mesures à point fixe. En raison des effets aérodynamiques, il convient néanmoins de tenir compte
du fait que les dispositifs de prélèvement conçus pour le prélèvement individuel ne présentent pas nécessairement les
mêmes caractéristiques de collecte lorsqu'ils sont utilisés à d'autres fins.
La présente méthode est applicable au mesurage des isocyanates organiques atmosphériques pour une
3 3
plage de concentrations variant approximativement de 0,1 µg/m à 140 µg/m pour un volume de prélèvement
de 15 l. Les limites de détection qualitative et quantitative des isocyanates, fixées à trois et 10 fois l'écart-type
de six déterminations à blanc, se situent habituellement autour de 0,001 µg et 0,004 µg d'isocyanate par
échantillon respectivement (détection EC). Ces valeurs correspondent respectivement à des limites de
3 3
détection qualitative et quantitative de 0,07 µg/m et 0,3 µg/m pour un échantillon d'air de 15 l.
2 Références normatives
Les documents de référence suivants sont indispensables pour l'application du présent document. Pour les
références datées, seule l'édition citée s'applique. Pour les références non datées, la dernière édition du
document de référence (y compris les éventuels amendements) s'applique.
ISO 5725-2, Exactitude (justesse et fidélité) des résultats et méthodes de mesure — Partie 2: Méthode de
base pour la détermination de la répétabilité et de la reproductibilité d'une méthode de mesure normalisée
EN 1232, Air des lieux de travail — Pompes pour l'échantillonnage individuel des agents chimiques —
Exigences et méthodes d'essai
3 Termes et définitions
Pour les besoins du présent document, les termes et définitions suivants s'appliquent.
3.1 Espèces chimiques d'isocyanates
3.1.1
isocyanate
un composé chimique possédant un ou plusieurs groupements fonctionnels isocyanates (azote carbone
oxygène)
3.1.2
monomère
un composé chimique s'associant à un autre composé identique pour former des dimères, des trimères, des
oligomères ou des polymères
EXEMPLE Les catégories de monomères d'isocyanates incluent: des monoisocyanates, contenant un seul
groupement fonctionnel isocyanate, l’isocyanate de méthyle, par exemple; des diisocyanates, le diisocyanate de 4,4'-
diphénylméthane (MDI), par exemple; et des triisocyanates, le triisocyanate de 4,4',4''-triphénylméthane, par exemple.
3.1.3
diisocyanate
un composé chimique possédant deux groupements fonctionnels isocyanates
3.1.4
oligomère
un composé de masse moléculaire relativement faible, possédant de multiples groupements fonctionnels
isocyanates, obtenu par combinaison d'isocyanates monomères
3.1.5
polyisocyanate
oligo-isocyanate
un composé isocyanate possédant de multiples groupements fonctionnels isocyanates
2 © ISO 2007 – Tous droits réservés
3.1.6
prépolymères
composés ayant généralement une terminaison isocyanate, issus de la réaction entre un diisocyanate ou un
polyisocyanate et un polyol à terminaison hydroxyle présentant une déficit stœchiométrique; ces composés
intermédiaires réagissent ensuite pour former des polyuréthanes ou des composés analogues
3.2 Définitions analytiques
3.2.1
concentration moyenne pondérée dans le temps
concentration moyenne d'un agent chimique dans l'atmosphère, calculée sur une période de référence
3.2.2
blanc
échantillon soumis au même mode opératoire que les échantillons de terrain, à l'exception de
l'échantillonnage lui-même, c'est-à-dire que le blanc est placé dans un dispositif de prélèvement, transporté
jusqu'au site d'analyse, soumis à dérivation en même temps que les échantillons de terrain, puis analysé avec
ces derniers.
3.3 Définitions statistiques
3.3.1
incertitude
〈de mesure〉 paramètre associé au résultat d'un mesurage qui caractérise la dispersion des valeurs qui
pourraient raisonnablement être attribuées au mesurande
[5]
[ISO/CEI Guide 98:1995 , 2.2.3]
NOTE 1 Le paramètre peut être, par exemple, un écart-type (ou un multiple de celui-ci) ou la largeur d'un intervalle de
confiance déterminé.
NOTE 2 L'incertitude de mesure comprend, en général, plusieurs composantes. Certaines peuvent être évaluées à
partir de la distribution statistique des résultats de séries de mesurages et peuvent être caractérisées par des écarts-types
expérimentaux. Les autres composantes, qui peuvent aussi être caractérisées par des écarts-types, sont évaluées à partir
de lois de probabilité admises à partir de l'expérience acquise ou d'autres informations. Ces méthodes d'évaluation de
l'incertitude sont souvent dites de type A et B, respectivement.
4 Principe
Dans cette méthode, le dispositif de prélèvement est sélectionné en fonction de la forme physique des
isocyanates à prélever. Pour les isocyanates sous forme d'aérosol, un impacteur en verre contenant une
solution de 1-(2-méthoxyphényl)pipérazine (MP) suivi d'un filtre imprégné du réactif MP est utilisé. Pour les
isocyanates sous forme de vapeur, un filtre imprégné de MP peut être utilisé uniquement.
Un volume d'air connu est pompé à travers un impacteur en verre contenant la solution de
1-2-méthoxyphényl)pipérazine (MP) suivi d'un filtre imprégné de ce réactif (pour les isocyanates sous forme
d'aérosol), ou sur un filtre imprégné de ce réactif (isocyanates en phase vapeur). Tous les isocyanates
organiques présents réagiront pour former des dérivés uréides non volatils. La solution obtenue est ensuite
concentrée et analysée par chromatographie liquide à haute performance (CLHP) avec détection
ultraviolette/visible (UV) et détection électrochimique (EC). Les pics des dérivés d'isocyanates sont identifiés
sur la base de leurs réponses EC et UV, ainsi que par un détecteur à barrette de diodes (bibliothèque de
spectres DAD), par spectrométrie de masse (si disponible) et par comparaison avec un produit massif
[6]
dérivé . Pour les isocyanates pour lesquels un dérivé MP étalon est disponible, par exemple isomères HDI,
MDI et TDI, le dosage quantitatif peut être réalisé par détection UV. Si aucun étalon approprié n'est disponible
(oligomères, prépolymères et polymères d'isocyanates), le dosage quantitatif s'effectue par détection EC, par
comparaison avec le monomère étalon de l'isocyanate recherché. La concentration totale d'isocyanates dans
l'air est calculée en effectuant la somme de tous les pics des dérivés des isocyanates.
5 Réactifs et matériaux
Pendant l'analyse, utiliser exclusivement des réactifs de qualité analytique reconnue et de l'eau distillée ou de
pureté équivalente.
5.1 Réactif MP [1-(2-méthoxyphényl)pipérazine]
Ce réactif, présentant une pureté appropriée (> 98 % par masse), est disponible dans le commerce.
5.2 Solvant du réactif
Il convient que le solvant du réactif, généralement le toluène, soit de qualité chromatographique. Il doit être
exempt de composants qui co-éluent avec les substances analysées. Avant d'utiliser le solvant pour la
préparation de filtres imprégnés ou pour la préparation d'étalons de monomère, il est conseillé de le
déshydrater avec du chlorure de calcium ou du sulfate de magnésium anhydre. Cette étape peut être omise
pour la préparation de la solution absorbante car celle-ci absorbera l'humidité atmosphérique lors du
prélèvement.
5.3 Solutions réactives
5.3.1 Solution absorbante
Peser avec précision environ 50 mg de MP et les transvaser dans une fiole jaugée sèche de 100 ml.
Dissoudre et compléter jusqu'au trait de jauge avec le solvant du réactif et homogénéiser. Diluer 10 ml de
cette solution mère à 100 ml avec du solvant de réactif dans une deuxième fiole jaugée afin d'obtenir une
solution absorbante à 260 µM.
5.3.2 Préparation de la solution d'imprégnation des filtres (solution A)
Peser avec précision environ 0,25 g de MP et les transvaser dans une fiole jaugée de 25 ml. Compléter
jusqu'au trait de jauge avec du solvant de réactif anhydre et agiter pour homogénéiser.
5.3.3 Stabilité des solutions réactives
Préparer des solutions fraîches toutes les semaines.
5.4 Étalons
5.4.1 Préparation des dérivés monomères
Ajouter 0,1 g de l'isocyanate approprié (~1 mmole pour les diisocyanates courants tels que HDI, TDI et MDI) à
0,6 g (~3 mmoles) de MP dissous dans du toluène anhydre (10 ml) et laisser reposer pendant 1 h. Un
2)
précipité d'urée cristallisée de couleur blanche apparaît. Le recueillir sur un papier filtre (Whatman No 1 par
exemple) puis le laver plusieurs fois avec du toluène anhydre afin d'enlever le réactif en excès. Recristalliser
l'urée avec le toluène en la chauffant à environ 60 °C et en ajoutant lentement du méthanol afin de dissoudre
l'urée. Laisser refroidir et filtrer les cristaux obtenus en les lavant avec du toluène froid et anhydre. Sécher le
solide à l'air. Les dérivés uréides des monoisocyanates et de la plupart des diisocyanates sont peu solubles
dans le toluène mais facilement solubles dans le méthanol ou l'acétonitrile.
2) C'est un exemple de produit approprié disponible sur le marché. Cette information est donnée à l'intention des
utilisateurs de la présente Norme internationale et ne signifie nullement que l'ISO approuve ou recommande l'emploi
exclusif du produit ainsi désigné.
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5.4.2 Mode opératoire différent pour les dérivés isocyanate les moins solubles
Le MDI et le HMDI sont relativement insolubles dans le toluène et la méthode de préparation alternative
décrite ci-après peut être plus adaptée pour ces composés. Ajouter lentement une solution de 0,25 g
d'isocyanate recherché (~2 mmoles NCO pour MDI et HMDI) dissous dans 25 ml de dichlorométhane à une
solution de 1-(2-méthoxyphényl)pipérazine (1 g, ~5 mmoles) dans 50 ml de dichlorométhane. Une suspension
blanche se forme. Verser celle-ci goutte à goutte dans un bécher contenant 500 ml d'hexane en agitant. Filtrer
le précipité obtenu et le dissoudre à nouveau dans un volume minimal de dichlorométhane. Ajouter de
l'hexane afin de reprécipiter le solide, puis filtrer et laver avec de l'hexane. Sécher le dérivé uréide à l'air.
NOTE Cette seconde méthode peut également être utilisée pour les oligomères, les polymères et les prépolymères
d'isocyanates.
5.4.3 Préparation des solutions étalons des dérivées monomères d'isocyanates recristallisés
5.4.3.1 Peser une masse connue de dérivé uréide, la placer dans une fiole jaugée de 100 ml et
compléter jusqu'au trait de jauge avec de l'acétonitrile ou du méthanol. Prélever des aliquotes de cette solution
et les diluer volumétriquement dans de l'acétonitrile ou dans la phase mobile de CLHP, afin d'obtenir une série
de solutions étalons dont la gamme de concentrations de NCO est comprise entre 0,01 µg/ml et 1,0 µg/ml.
5.4.3.2 Préparer d'autres solutions étalons si la gamme de concentrations des échantillons dépasse celle
des étalons.
5.4.3.3 La concentration d'isocyanates dans l'étalon, ρ , en microgrammes par millilitre, est donnée
NCO
par l'Équation (1):
ρ M n
U NCO
(1)
ρ =
NCO
M
U
où
ρ est la concentration du dérivé uréide dans l'étalon, en microgrammes par millilitre;
U
M est la masse moléculaire relative de NCO;
NCO
n est le nombre de groupements d'isocyanates par molécule;
M est la masse moléculaire relative du dérivé uréide.
U
5.5 Stabilité des uréides d'isocyanates et de leurs solutions
Les solutions mères de dérivés monomères d'isocyanates sont stables pendant ~6 mois lorsqu'elles sont
[7]
conservées dans un congélateur . Un mélange de 2,4-TDI et de 2,6-TDI sur filtres et dans la solution de
toluène s'est révélé stable jusqu'à 90 jours (taux de récupération: 73 % (filtres) et 81 % (solution de toluène),
[8]
respectivement) . Le MDI sur filtres s'est avéré stable pendant au moins 6 mois [données du projet HSE
[1] 3)
Workplace Analysis Scheme for Proficiency (WASP) ]. Un prépolymère d'isocyanate [Desmodur N 3390 ]
sur filtres MP est apparu stable pendant 27 jours (taux de récupération moyen de 91 % ± 11 %, ajouts dosés
[9]
à 3 niveaux: 0,1 µg, 1 µg et 2 µg/filtre) .
3) C'est un exemple de produit approprié disponible sur le marché. Cette information est donnée à l'intention des
utilisateurs de la présente Norme internationale et ne signifie nullement que l'ISO approuve ou recommande l'emploi
exclusif du produit ainsi désigné.
5.6 Phase mobile pour la chromatographie en phase liquide à haute performance (CLHP)
La composition exacte de la phase mobile utilisée dépend du type d'isocyanates analysés. Plus la phase
mobile contient d'acétonitrile, plus la vitesse d'élution des pics sera grande. Une phase mobile «lente» peut
être utilisée pour les diisocyanates monomères et les dérivés MP de monoisocyanates. Pour les dérivés MP
d'isocyanates polymères, une phase mobile «rapide» convient mieux. Veiller à éluer la totalité des dérivés MP
polymères et à ne pas perdre d'espèces monomères avec le pic du réactif MP acétylé au début du
chromatogramme.
5.6.1 Préparation de la phase mobile «lente»
Une phase mobile «lente», adaptée pour doser les diisocyanates monomères et les monoisocyanates, est
préparée comme suit. Dissoudre 5 g d'acétate de sodium anhydre dans 1 l d'eau. Ajuster le pH de cette
solution à 6,0 avec de l'acide acétique glacial. Ajouter 550 ml de cette solution à de l'acétonitrile (450 ml) et
dégazer cette solution par filtration sous vide ou barbotage à l'aide d'un courant d'hélium afin d'obtenir une
solution tampon, mélange par volume de 45 % d'acétonitrile et 55 % d'acétate de sodium.
5.6.2 Préparation de la phase mobile «rapide»
Une phase mobile «rapide», adaptée pour doser les diisocyanates polymères, est préparée comme suit.
Dissoudre 5 g d'acétate de sodium anhydre dans 1 l d'eau. Ajuster le pH de cette solution à 6,0 avec de
l'acide acétique glacial. Ajouter 400 ml de cette solution à de l'acétonitrile (600 ml) et dégazer cette solution
par filtration sous vide ou barbotage à l'aide d'un courant d'hélium afin d'obtenir une solution tampon, mélange
par volume de 60 % d'acétonitrile et 40 % d'acétate de sodium.
5.7 Atmosphère étalon
Préparer une atmosphère de concentration connue en substance(s) à analyser dans l'air, en utilisant une
méthode reconnue. Les méthodes décrites dans l'ISO 6145 (toutes les parties) peuvent être appliquées.
Confirmer la concentration de l'atmosphère générée par une méthode indépendante.
6 Appareillage
Avant le prélèvement et l'analyse, nettoyer toute la verrerie, y compris les impacteurs (8.2).
Appareillage ordinaire de laboratoire et, en particulier, ce qui suit.
6.1 Dispositif de prélèvement
Le choix du dispositif de prélèvement utilisé dépend de la forme sous laquelle l'isocyanate est présent. Pour
les isocyanates en phase vapeur, le prélèvement peut être réalisé en utilisant seulement un filtre imprégné. Pour
les mélanges de particules atmosphériques et de vapeurs, il est recommandé d'utiliser un impacteur suivi d'un
filtre imprégné. Le détail des différents modes opératoires de prélèvement est donné ci-après.
6.2 Filtre
Les filtres de 25 mm de diamètre sont adaptés au dispositif de prélèvement sélectionné. Il convient de choisir
un type de filtre ayant une capacité de piégeage au moins égale à 95 % et adapté au prélèvement
4)
d'échantillons d'isocyanates stabilisés. Les filtres en fibre de verre [GF/A ] imprégnés de MP se sont révélés
adaptés.
4) C'est un exemple de produit approprié disponible sur le marché. Cette information est donnée à l'intention des
utilisateurs de la présente Norme internationale et ne signifie nullement que l'ISO approuve ou recommande l'emploi
exclusif du produit ainsi désigné.
6 © ISO 2007 – Tous droits réservés
6.3 Support de filtre
[10]
Les détails concernant les têtes de prélèvement appropriées sont indiqués dans la méthode MDHS 14/3 .
Une tête «Institute of Occupational Medicine» de 25 mm à cassette en acier inoxydable est recommandée
pour les échantillons sur filtre. Lorsqu'une combinaison impacteur/filtre est utilisée pour prélever des aérosols,
5)
il s'est avéré plus commode d'utiliser le support de filtre «Swinnex» de 25 mm.
6.4 Impacteur miniature
[11],[12]
De nombreux barboteurs et impacteurs de conceptions différentes sont disponibles . Un impacteur
miniature est constitué d'un récepteur gradué et d'un tube d'alimentation effilé.
NOTE Des impacteurs «antidébordement» sont disponibles dans le commerce.
6.5 Pompe de prélèvement
La pompe doit satisfaire aux exigences de l'EN 1232 ou équivalent. Il convient que la pompe de prélèvement
respecte les réglementations locales en matière de sécurité.
6.6 Tubes de raccordement
Tubes appropriés en matière plastique, en caoutchouc ou en un autre matériau approprié, d'environ 900 mm
de longueur, de diamètre approprié afin d'assurer l'étanchéité de la fixation à la fois sur la pompe et sur le
dispositif de prélèvement (tube ou porte-tube). Utiliser des tubes relarguant le moins possible de contaminants
(tels que des tubes en fluoroélastomère ou similaire). Il est recommandé de choisir un tube adapté en amont
du premier élément collecteur (filtre ou impacteur) car des pertes d'échantillon peuvent se produire.
6.7 Débitmètre
Débitmètre portatif offrant une précision suffisante pour mesurer le débit volumétrique à ± 5 % et étalonné par
[10]
rapport à un étalon primaire . Les débitmètres incorporés dans les pompes de prélèvement ne sont pas
adaptés pour mesurer le débit avec précision. Ils peuvent cependant être utiles pour surveiller les performances
des dispositifs de prélèvement, à condition d'offrir une sensibilité suffisante.
6.8 Équipement de filtration
Filtre résistant aux solvants, ayant une taille de pores < 0,5 µm pour la filtration des solvants pour CPL. Filtres
sans seringue ou filtres avec seringue < 0,5 µm pour la filtration des échantillons désorbés avant l'analyse par
CPL.
6.9 Équipement auxiliaire
Ceintures ou harnais permettant de fixer facilement la pompe de prélèvement, à moins que celle-ci ne soit
suffisamment petite pour tenir dans la poche de l'opérateur.
Pinces à bouts plats permettant de manipuler les filtres.
Support de protection pour l'impacteur.
Piège à charbon pour protéger les pompes de prélèvement contre les vapeurs de toluène (en cas d'utilisation
de pompes en matière plastique).
5) C'est un exemple de produit approprié disponible sur le marché. Cette information est donnée à l'intention des
utilisateurs de la présente Norme internationale et ne signifie nullement que l'ISO approuve ou recommande l'emploi
exclusif du produit ainsi désigné.
6.10 Chromatographe en phase liquide
Un chromatographe en phase liquide à haute performance (CLHP) relié à un détecteur ultraviolet (UV) et à un
détecteur électrochimique (EC) est requis. Il convient d'utiliser le détecteur électrochimique (EC) en mode
oxydation. Un détecteur à barrette de diodes (DAD) est également conseillé pour confirmer l'identification. Pour
obtenir la sensibilité requise pour cette méthode, les fluctuations de température doivent être évitées, par
exemple en thermostatant la colonne du chromatographe et le détecteur électrochimique. Les performances
électrochimiques peuvent être améliorées en faisant circuler la phase mobile dans une boucle fermée et en
plaçant une cellule de garde (réglée à ~50 mV au-dessus du potentiel de la cellule analytique) avant l'injecteur.
Un amortisseur de pulsations réduit également le bruit (ondulations) du système de chromatographie en
phase liquide et augmente ainsi le rapport signal/bruit.
6.11 Dispositifs de prélèvement automatique
Ils sont disponibles dans le commerce.
7 Prélèvement
NOTE Les méthodes analytiques existantes pour le prélèvement des isocyanates présentent un biais encore inconnu
les unes par rapport aux autres.
7.1 Réglage de la pompe
Régler la pompe avec un ensemble impacteur/filtre représentatif monté en ligne, en utilisant un débitmètre
externe étalonné approprié. Lorsqu'un impacteur est utilisé, il doit contenir de la solution absorbante (ou du
toluène).
7.2 Généralités
Pour les prélèvements visant à vérifier le respect des valeurs moyennes d'exposition, sélectionner une durée
de prélèvement adaptée afin de ne pas surcharger le filtre en matières particulaires.
NOTE Une concentration moyenne pondérée sur 8 h peut être calculée à partir des résultats de deux échantillons
consécutifs ou plus.
7.3 Préparation de l'équipement de prélèvement (généralités)
Avant utilisation, nettoyer les dispositifs de prélèvement (cassette de filtre et/ou impacteurs). Démonter les
dispositifs de prélèvement, les faire tremper dans la solution détergente de laboratoire, les rincer
minutieusement à l'eau, les essuyer avec un tissu absorbant et les laisser sécher complètement avant le
réassemblage. Il est également possible d'utiliser une machine à laver de laboratoire.
7.4 Préparation de l'équipement de prélèvement (filtres)
7.4.1 Préparation des filtres imprégnés
Peser avec précision environ 0,25 g de 1-(2-méthoxyphényl)pipérazine et les transférer dans une fiole jaugée
de 25 ml. Remplir jusqu'au trait de jauge avec du toluène anhydre et agiter pour homogénéiser. Ceci constitue
la solution A (voir 5.3.2). Dans un endroit exempt de poussière et d'isocyanates, à l'aide de pinces à bouts
émoussés, disposer plusieurs filtres en fibre de verre de 25 mm sur une plaque de verre propre, en évitant
que ces filtres entrent en contact les uns avec les autres. À l'aide d'une microseringue appropriée, répartir
200 µl de la solution A sur la surface de chaque filtre en s'assurant que le réactif imprègne la totalité du filtre.
Laisser sécher les filtres à l'air pendant plusieurs heures. Après séchage complet, transférer les filtres
présents sur la plaque en verre dans un flacon en verre brun à bouchon fileté, en utilisant les pinces à bouts
émoussés. Étiqueter le flacon avec le nom de la préparation et sa date de péremption. Conserver le flacon dans
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une armoire à l'abri de la lumière pendant le temps requis ou dans un réfrigérateur jusqu'à 6 mois après la date
de préparation.
7.4.2 Préparation des dispositifs de prélèvement (filtres)
Dans un endroit exempt d'isocyanates, à l'aide de pinces à bout plats, placer les filtres dans des dispositifs de
prélèvement propres et secs. À l'aide d'un tube en matière plastique, relier chaque tête de prélèvement
contenant un filtre à une pompe de prélèvement, en s'assurant qu'aucune fuite ne peut se produire. Mettre la
pompe en marche, la laisser se stabiliser en régime et fixer le débitmètre étalonné sur la tête de prélèvement
afin qu'il mesure le débit passant par l'orifice d'arrivée du dispositif de prélèvement, puis régler au débit
approprié avec une exactitude de ± 5 %. Arrêter la pompe et fermer hermétiquement le dispositif de prélèvement
avec un couvercle protecteur afin d'éviter la contamination pendant le transport jusqu'au lieu de prélèvement.
7.5 Préparation de l'équipement de prélèvement (impacteurs)
Dans un endroit exempt d'isocyanates et juste avant le prélèvement, transvaser 10 ml de la solution
absorbante dans un impacteur et assembler ce dernier. Placer l'impacteur dans un support protecteur et le
raccorder à la pompe de prélèvement par des tubes appropriés. Vérifier que tous les raccords sont étanches.
7.6 Prélèvement des échantillons sur filtre (échantillons en phase vapeur)
7.6.1 Réglage des échantillons su
...
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