ISO 11338-2:2003
(Main)Stationary source emissions — Determination of gas and particle-phase polycyclic aromatic hydrocarbons — Part 2: Sample preparation, clean-up and determination
Stationary source emissions — Determination of gas and particle-phase polycyclic aromatic hydrocarbons — Part 2: Sample preparation, clean-up and determination
ISO 11338-2:2003 specifies procedures for sample preparation, clean-up and analysis for the determination of gas and particle phase polycyclic aromatic hydrocarbons (PAH) in stack and waste gases. The analytical methods are capable of detecting sub-microgram concentrations of PAH per cubic metre of sample, depending on the type of PAH and the flue gas volume sampled. The methods described in ISO 11338-2:2003 are based on either high performance liquid chromatography (HPLC) or gas chromatography-mass spectrometry (GC-MS). NOTE ISO 11338-1 describes three methods and specifies minimum requirements for the sampling of PAH in stack and waste gases.
Émissions de sources fixes — Détermination des hydrocarbures aromatiques polycycliques sous forme gazeuse et particulaire — Partie 2: Préparation des échantillons, purification et détermination
L'ISO 11338-2:2003 spécifie les modes opératoires à suivre pour la préparation, la purification et l'analyse des échantillons afin de déterminer la teneur en hydrocarbures aromatiques polycycliques sous forme gazeuse et particulaire dans les effluents gazeux prélevés en cheminée. Les méthodes d'analyse permettent de détecter des concentrations inférieures au microgramme d'hydrocarbures aromatiques polycycliques par mètre cube, selon le type d'hydrocarbure aromatique polycyclique et le volume d'effluent prélevé. Les méthode décrites dans l'ISO 11338-2:2003 sont fondées soit sur la chromatographie en phase liquide à haute performance (HPLC), soit sur la chromatographie en phase gazeuse-spectrométrie de masse (GC-MS). NOTE L'ISO 11338-1 décrit trois méthodes d'échantillonnage et spécifie les exigences minimales qui s'appliquent à l'échantillonnage des hydrocarbures aromatiques polycycliques dans les effluents gazeux prélevés en cheminée.
Emisije nepremičnih virov – Določanje plinske in trdne faze policikličnih aromatskih ogljikovodikov - 2. del: Priprava vzorcev, čiščenje in določanje
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INTERNATIONAL ISO
STANDARD 11338-2
First edition
2003-06-01
Stationary source emissions —
Determination of gas and particle-phase
polycyclic aromatic hydrocarbons —
Part 2:
Sample preparation, clean-up and
determination
Émissions de sources fixes — Détermination des hydrocarbures
aromatiques polycycliques sous forme gazeuse et particulaire —
Partie 2: Préparation des échantillons, purification et détermination
Reference number
ISO 11338-2:2003(E)
©
ISO 2003
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ISO 11338-2:2003(E)
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ISO 11338-2:2003(E)
Contents Page
Foreword. iv
Introduction . v
1 Scope. 1
2 Normative references. 1
3 Terms and definitions. 1
4 Principle. 2
4.1 Sampling. 2
4.2 Analysis. 2
5 Safety measures. 2
6 Procedures. 2
6.1 HPLC method. 2
6.2 GC-MS method. 9
7 Limitations and interferences. 16
7.1 Limitations. 16
7.2 Interferences. 17
Annex A (informative) Maximum UV absorption wavelength and recommended combinations
of excitation-emission wavelengths for HPLC. 18
Annex B (informative) Formulae and physical properties of selected PAH . 19
Annex C (informative) Characteristic ions for GC-MS detection of selected PAH, recovery,
and surrogate recovery standards. 20
Annex D (informative) Applicability of internal standards for GC-MS detection of selected PAH. 21
Annex E (normative) Summary of performance characteristics of the HPLC method . 22
Bibliography . 23
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ISO 11338-2:2003(E)
Foreword
ISO (the International Organization for Standardization) is a worldwide federation of national standards bodies
(ISO member bodies). The work of preparing International Standards is normally carried out through ISO
technical committees. Each member body interested in a subject for which a technical committee has been
established has the right to be represented on that committee. International organizations, governmental and
non-governmental, in liaison with ISO, also take part in the work. ISO collaborates closely with the
International Electrotechnical Commission (IEC) on all matters of electrotechnical standardization.
International Standards are drafted in accordance with the rules given in the ISO/IEC Directives, Part 2.
The main task of technical committees is to prepare International Standards. Draft International Standards
adopted by the technical committees are circulated to the member bodies for voting. Publication as an
International Standard requires approval by at least 75 % of the member bodies casting a vote.
Attention is drawn to the possibility that some of the elements of this document may be the subject of patent
rights. ISO shall not be held responsible for identifying any or all such patent rights.
ISO 11338-2 was prepared by Technical Committee ISO/TC 146, Air quality, Subcommittee SC 1, Stationary
source emissions.
ISO 11338 consists of the following parts, under the general title Stationary source emissions —
Determination of gas and particle-phase polycyclic aromatic hydrocarbons:
Part 1: Sampling
Part 2: Sample preparation, clean-up and determination
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ISO 11338-2:2003(E)
Introduction
This part of ISO 11338 describes procedures for sample preparation, clean-up and analysis of polycyclic
aromatic hydrocarbons (PAHs) (collected from stack and waste gases), based on either high performance
liquid chromatography (HPLC) (see Annexes A and E) or gas chromatography-mass spectrometry (GC-MS)
(see Annexes B, C and D).
PAHs are emitted to the atmosphere primarily by the combustion of fossil fuels and wood. PAHs are
considered to be an important class of environmental carcinogens. The identification and quantification of
PAHs emitted from stationary sources represent a critical aspect in the assessment of air quality.
Stack and waste gases emitted from stationary sources often contain solid particles. Because of the range of
their vapour pressures, PAHs are distributed between gas and particle phases. In the atmosphere, PAHs
containing four or more rings tend to adsorb onto particles, while PAHs containing two to four rings tend to be
present in gaseous form. However in stack and waste gases, the distribution of PAHs between gas and
particle phases depends on the temperature, the mass of emitted particles, particle size, humidity, type and
concentration of PAH.
During sampling, sample storage and preparation of the sample, losses of PAH can occur and prevent
quantitative analysis. These losses can be the result of the volatility of two- and three-ring PAHs, the physical-
chemical instability of PAHs in the presence of light, O , NO , SO , HCl and certain heavy metals.
3 x 2
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INTERNATIONAL STANDARD ISO 11338-2:2003(E)
Stationary source emissions — Determination of gas and
particle-phase polycyclic aromatic hydrocarbons —
Part 2:
Sample preparation, clean-up and determination
1 Scope
This part of ISO 11338 specifies procedures for sample preparation, clean-up and analysis for the
determination of gas and particle-phase polycyclic aromatic hydrocarbons (PAH) in stack and waste gases.
The analytical methods are capable of detecting sub-microgram concentrations of PAH per cubic metre of
sample, depending on the type of PAH and the flue gas volume sampled.
The methods described in this part of ISO 11338 are based on either high performance liquid chromatography
(HPLC) or gas chromatography-mass spectrometry (GC-MS).
NOTE ISO 11338-1 describes three methods and specifies minimum requirements for the sampling of PAH in stack
and waste gases.
2 Normative references
The following referenced documents are indispensable for the application of this document. For dated
references, only the edition cited applies. For undated references, the latest edition of the referenced
document (including any amendments) applies.
ISO 4225:1994, Air quality — General aspects — Vocabulary
3 Terms and definitions
For the purposes of this document, the terms and definitions given in ISO 4225 and the following apply.
3.1
polycyclic aromatic hydrocarbon
PAH
compound that contains two or more fused aromatic rings made up of carbon and hydrogen atoms
3.2
stationary source emission
gas emitted by a stationary plant or process and transported to a chimney for dispersion into the atmosphere
3.3
accelerated solvent extractor
ASE
equipment that accelerates the traditional extraction process by using solvent at elevated temperatures
NOTE Pressure is applied to the sample extraction cell to maintain the heated solvent in a liquid state during the
extraction.
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ISO 11338-2:2003(E)
4 Principle
4.1 Sampling
A representative sample is collected from the gas passing through a duct under isokinetic conditions with the
use of a suitable sampling device. The particulate phase is collected on a suitable filter and the gas phase is
trapped by condensation onto an adsorbent [e.g. styrene-divinylbenzene polymer resin (XAD-2), polyurethane
foam or other adsorbent of comparable efficiency].
4.2 Analysis
After sampling, the sample is removed from the sampling equipment. The parts of the sampling equipment
which have been in contact with the sample are washed with solvent. The washings are then combined with
the filter(s) and adsorbent and then extracted with a suitable organic solvent, with the use of a Soxhlet
extractor [or other validated method, e.g. accelerated solvent extractor (ASE)]. The extract is concentrated by
means of a rotary evaporator, followed by further concentration under nitrogen if necessary. Sample clean-up
may be necessary before quantification.
An aliquot of the concentrated sample is analysed either by reversed phase high performance liquid
chromatography (HPLC) or by gas chromatography-mass-spectrometry (GC-MS). The concentration of each
PAH is calculated from the mass of PAH (particle- and gas-phase) determined during analysis and the volume
of flue gas sampled corrected to appropriate reference conditions.
5 Safety measures
All PAH should be treated as potential carcinogens. The user should be familiar with the chemical and
physical properties of PAH. Measures shall be taken to prevent PAH in solid form, extract or solution coming
into contact with the body. PAH can co-distil with the solvent and may cling to the outside of glassware with
ground glass stoppers.
Owing in particular to the risks associated with working with PAH in solid form, self-preparation of standard
1)
solutions is ill-advised. The use of commercially available standard solutions minimizes the risk of exposure.
All glassware containing PAH solutions shall therefore be handled with solvent-resistant gloves. Any
contamination can be revealed in ultraviolet light by fluorescence. PAH are most dangerous in solid form,
becoming electrostatically charged. Therefore PAH should be weighed in a glove box. Unused samples and
contaminated equipment, glassware and clothing shall be disposed of properly, taking into account the
relevant regulations.
6 Procedures
6.1 HPLC method
6.1.1 General
This subclause describes the preparation, sample clean-up and analytical method for determining the
concentration of polycyclic aromatic hydrocarbons (PAH) in stack and waste gases using high pressure liquid
chromatography (HPLC).
1) Standard Reference Material (SRM) 1647: Priority Pollutant Polynuclear Aromatic Hydrocarbons, a certified solution of
16 PAH in acetonitrile. This solution is an example of a suitable product available commercially from The National Institute
of Standards and Technology (NIST), US Department of Commerce, Gaithersburg, MD, USA. This information is given for
the convenience of users of this part of ISO 11338 and does not constitute an endorsement by ISO of this product.
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ISO 11338-2:2003(E)
6.1.2 Reagents and materials
6.1.2.1 Acetonitrile, HPLC grade.
6.1.2.2 n-Hexane, HPLC grade.
6.1.2.3 Methanol, HPLC grade.
6.1.2.4 Pentane, HPLC grade.
6.1.2.5 Diethyl ether, reagent grade, preserved with 2 % ethanol, HPLC grade.
6.1.2.6 Silica gel, high purity grade, type 60, 70 mesh to 23 mesh.
6.1.2.7 Sodium sulfate, anhydrous, reagent grade, dried by heating at 300 °C for at least 4 h.
6.1.2.8 Recovery standards for HPLC: 2-methylchrysene or 6-methylchrysene, purity at least 98 %.
6.1.2.9 Compressed gases: high purity helium for degassing the mobile phase and high purity nitrogen
for sample concentration.
6.1.2.10 Aluminium foil.
6.1.2.11 Glass wool.
6.1.3 Apparatus
6.1.3.1 Soxhlet extractor, capacity 100 ml to 200 ml, and appropriate condenser.
6.1.3.2 Glass-fibre filter, precleaned by heating for 3 h at 200 °C or to an acceptable blank level.
6.1.3.3 Round-bottom flasks, capacity 100 ml and either 250 ml or 500 ml depending on the capacity of
the Soxhlet extractor.
6.1.3.4 Rotary evaporator system, capable of producing a maximum vacuum of 0,1 MPa (1,0 bar), and
with a water bath that can be heated to 50 °C.
6.1.3.5 Kuderna Danish concentrators, capacity 500 ml, including 10 ml graduated concentrator tubes
with ground-glass stoppers, and a 3-ball macro-Snyder column.
6.1.3.6 Nitrogen evaporative concentrator: nitrogen blow-down apparatus with flowrate control and
temperature-controlled water bath, evaporator tubes of volume 1 ml to 10 ml.
6.1.3.7 Separation funnels, of capacity 100 ml and 250 ml.
6.1.3.8 Glass chromatography column.
6.1.3.9 Conical tubes, of 10 ml capacity.
6.1.3.10 Extraction thimbles, pre-extracted with methanol.
6.1.3.11 Laboratory refrigerator, capable of cooling to less than 4 °C or freezer, capable of cooling to
less than −15 °C.
6.1.3.12 Bumping granules, solvent extract.
6.1.3.13 Oven, capable of maintaining 500 °C.
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ISO 11338-2:2003(E)
6.1.3.14 High Performance Liquid Chromatography (HPLC) system, consisting of constant-flow pumps
adjusted with gradient controller, an injector capable of injecting sample volumes up to 20 µl, a means of
controlling the column temperature within the range 29 °C to 40 °C ± 1 °C, a fluorescence detector with
programmable excitation and emission wavelengths and a UV detector adjusted to a wavelength of 229 nm,
and accessories including column supplies, recorders and gases.
6.1.3.15 HPLC separation column, of glass or stainless steel [20 mm to 250 mm long and 3 mm to
4,6 mm internal diameter (ID)], based on silica, derivatized with C18 alkyl chains, of particle size 3 µm to 5 µm.
6.1.3.16 HPLC guard column, stainless steel column for use in reversed phase chromatography (10 mm
long by 2 mm ID, screen mesh < 1 µm, frit 0,5 µm) or other suitable columns.
Guard columns should always be used, because sample and eluent contamination can result in excessive
column pressures leading to altered selectivity.
6.1.3.17 Degassing system for HPLC, helium
Eluents should be degassed to avoid quenching of the fluorescence signal.
6.1.3.18 Filtration system, including filter of pore size 45 µm for filtration of mobile phase.
6.1.3.19 Syringes, 10 µl, 25 µl, 50 µl, 100 µl, 250 µl, 500 µl and 1 000 µl for preparing calibration,
reference standard and spiking solutions.
6.1.4 Sample preparation
6.1.4.1 Storage conditions of samples
Owing to possible reactions of PAH with light and components present in air, all sampling parts containing
PAH should be stored until required for laboratory preparation, in sealed containers protected from light and at
temperatures either between 0 °C to 4 °C or below –15 °C. Samples stored between 0 °C to 4 °C shall be
extracted within one week after sampling has been completed. If samples are stored at a temperature of
−15 °C or below, extraction shall take place within one month. Any condensate shall be acidified with
hydrochloric acid to pH ≈ 2, and may then be stored for up to 14 days.
6.1.4.2 Extraction of filters and solid sorbents
Remove the filter and solid sorbents from their sealed containers and place in the pre-extracted Soxhlet
thimble. Immediately prior to extraction add 500 µl of the recovery standard, 2- or 6-methylchrysene (6.1.2.8)
in acetonitrile (mass concentration of ≈ 1 µg/ml), to the sorbent or filter in order to determine the recovery of
the extraction procedure. If separate analyses of the sorbent and filter are required, both shall be spiked.
Carry out the extraction with 10 % diethyl ether (6.1.2.5) in n-hexane (6.1.2.2) for approximately 20 h, at a
reflux rate of 4 cycles per hour.
Add the recovery standard to all related samples, including field and method blanks.
Alternatively, other extraction techniques (e.g. ASE) or other solvents or solvent mixtures may be used if
validated by the user.
6.1.4.3 Extraction of condensate
Transfer the condensate into the separation funnel. Rinse the impingers or condensate flasks with n-hexane
(6.1.2.2) and transfer the n-hexane to the separation funnel. Shake for at least 5 min. Allow to settle and then
separate the n-hexane from the condensate. Carry out a further extraction on the condensate under the same
conditions and combine the n-hexane fractions. Dry the combined n-hexane fractions over sodium sulfate
(6.1.2.7).
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The volume of n-hexane used in each of the two extractions shall be at least 20 % of the volume of the
condensate.
6.1.4.4 Concentration of the extract
Combine the dried n-hexane extracts of the condensate with the extract of the filter and solid sorbent. Filter
the combined extracts over a pre-cleaned glass-fibre filter (6.1.3.2) and transfer to the rotary evaporator.
Concentrate the extract to a volume of approximately 2 ml. Transfer the extract quantitatively with n-hexane to
a calibrated 10 ml conical tube. Add 1 ml of acetonitrile (6.1.2.1) to the tube. Then place the tube in a water
bath at 25 °C and concentrate the extract under a gentle stream of nitrogen until the hexane (upper layer) and
a small part of the acetonitrile is evaporated. Adjust the volume of the concentrated sample extracts to 1,0 ml
with acetonitrile.
Mix the sample well and transfer to sealed brown vials for storage at less than 4 °C, protected from light, until
analysed. Concentrated extracts should be analysed within 30 days.
A rotary evaporator (6.1.3.4) may be used with a vacuum of approximately 0,1 MPa pressure and a water bath
at a temperature not exceeding 45 °C. If validated by the user, other evaporation systems may be used to
concentrate the extract. If the extract is concentrated to dryness, substantial losses of PAH may occur;
therefore the sample should be discarded where this has occurred.
Other evaporation systems to concentrate the extract may be used if validated by the user.
NOTE 1 Concentrating the sample extract to a volume of 1 ml may not be needed, depending on the target detection
limits, the sensitivity of the detector and the flue gas volume sampled.
NOTE 2 The last evaporation step with the use of nitrogen is the most critical aspect in sample preparation. Losses of
volatile PAH due to the final concentration step of sample extracts can lead to losses up to 10 % for 2- to 4-ring PAH if n-
hexane is the extraction solvent. If toluene is used as extraction solvent, losses up to 10 % to 40 % for 2- to 4-ring PAH
can be expected.
6.1.4.5 Sample clean-up
6.1.4.5.1 General
Clean-up procedures may not be necessary for relative clean matrices. Complex matrices require a
purification stage, to eliminate interferences caused by the presence of polar and non-polar compounds.
If dichloromethane is used for extraction of the sample, it should be solvent-exchanged with n-hexane prior to
the clean-up procedure.
6.1.4.5.2 Column preparation
Extract silica gel, type 60, in a Soxhlet extractor with dichloromethane for 6 h (minimum rate, 3 cycles/h) and
then activate by heating in a foil-covered glass container for 16 h at 450 °C.
Pack a small piece of glass wool into the bottom of a glass chromatography column of 15 ml to 25 ml capacity
(e.g. 160 mm long × 11,5 mm ID). Slurry 10 g of the activated silica gel with pentane and pour into the column.
Tap the column gently as the slurry is settling to assure proper packing. Finally, add 1 g of anhydrous sodium
sulfate to the top of the silica gel.
6.1.4.5.3 Column chromatography
Prior to use, pre-elute the column with 40 ml of pentane and discard the eluate. While the pentane pre-eluent
still covers the top of the column, quantitatively transfer 1 ml of sample extract in n-hexane to the column, and
wash on with a further 2 ml of n-hexane to complete the transfer. Allow to elute through the column.
Immediately prior to exposure of the sodium sulfate layer to the air, add 25 ml of pentane and continue elution.
The pentane eluate may be discarded.
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Finally, elute the column with 25 ml of dichloromethane in pentane (4:6 volume ratio) at 2 ml/min and collect in
a 100 ml round-bottomed flask (6.1.3.3). Further concentrate the extract to a volume of ∼2 ml to 5 ml. Transfer
the extract quantitatively to a 10 ml conical tube (6.1.3.9). Transfer the tube to a water bath at 25 °C and
concentrate the extract to near dryness under a gentle stream of nitrogen. Then solvent-exchange the sample
extracts with acetonitrile and adjust the volume to 1,0 ml.
Clean-up columns are commercially available and may be used, if validated.
NOTE 1 The pentane fraction contains the aliphatic hydrocarbons. If required, this fraction can be analysed for specific
aliphatic hydrocarbons.
NOTE 2 An additional elution of the column with 25 ml of methanol will elute polar compounds (e.g. oxygenated,
nitrated and sulfonated PAH).
6.1.5 Sample analysis
6.1.5.1 Instrumentation
HPLC analysis is performed on an analytical system consisting of constant-flow pumps adjusted with a
gradient controller, injector, column heater, fluorescence detector with programmable excitation and emission
wavelengths, and a UV detector adjusted to a wavelength of 229 nm.
Typical instrument parameters are:
Column: glass or stainless steel, 200 mm long, 4,6 mm ID;
Stationary phase: silica derivatized with C18 alkyl chains, particle size 5 µm;
Mobile phase: solvent A acetonitrile/water (50 % volume fraction)
solvent B acetonitrile (100 % volume fraction)
linear gradient, with respect to time, changing from 100 % solvent A to 100 % solvent B;
Flowrate: 0,8 ml/min;
Injection volume: 20 µl;
Column temperature: (29 ± 1) °C.
A fluorescence detector with programmable wavelengths should be used for more selectivity in complex
matrices. The excitation and emission wavelength combinations can be optimized for each component. An
example is given in Annex A. Acenaphthylene is determined by UV (at 229 nm) because this component does
not exhibit fluorescence.
A minimum column length of 20 cm is desirable for sufficient peak separation. In order to achieve proper
results, injection volumes of 100 µl or more, column lengths of 15 cm or less and gradients of 25 min or less
should be avoided. Typical gradient time is about 40 min to 60 min.
NOTE 1 Choice of mobile phase, injection volume and flowrate depends on manufacturer’s column specifications.
NOTE 2 Diode-array detectors provide an opportunity to improve selectivity by using the entire UV spectrum of a
compound in order to identify false positives.
6.1.5.2 Instrument calibration
Prepare calibration standards of individual PAH at a minimum of five concentration levels by adding
appropriate volumes of stock standards to a volumetric flask. The lowest concentration shall be at a level near
the quantification limit.
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ISO 11338-2:2003(E)
The standard solutions are directly injected and analysed, and the heights of the analyte peaks are plotted
against the concentration for each compound.
Determine the linear range for each compound by using linear regression, with peak height as a function of
concentration, and calculate the linear best-fit straight line. Determine the residuals of the measured values
against the fitted straight line. If the individual residuals are all less than 5 % of the fitted value, the instrument
is taken to be linear over the entire concentration range used. If any of the residuals is more than 5 %, the
concentration area is reduced by eliminating the measured value of the highest concentration and once again,
via linear regression, a straight line is calculated and checked.
If the linearity of the system has been established over the range of concentration of interest, a one-point
calibration can be used for daily quantification. In case any significant part of the instrument is replaced,
repeat linearity checks should take place.
NOTE With chromatographic techniques, it is customary to use peak areas; however in view of the resolution
capability of HPLC columns and the complexity of the resulting chromatogram from emission samples, peak heights are
used for calculations.
6.1.5.3 Analysis
If the sample extracts are removed from cold storage, allow them to warm to room temperature before
analysis. Once the HPLC system is set up, make 20 µl injections of each sample extract. Determine the
retention times of the individual peaks and identify them against the chromatogram of the calibration
standards.
The retention times of the sample analyte and corresponding calibration standard should not differ by more
than 0,2 min. In case of greater retention time shifts with regard to the calibration standard, an extra
identification can be made by using a diode-array detector or by GC-MS.
Measure the peak height of individual peaks, using a correctly positioned baseline. Each sample is, in
principle, analysed undiluted. If compounds fall outside the linear field of the detector, dilute the sample and
re-analyse.
During HPLC analysis of PAH, both UV and fluorescence detections shall be used. Acenaphthylene shall be
analysed with UV detection. The other 15 PAH should be analysed with fluorescence detection.
Carry-over contamination can occur when a sample containing low concentrations of PAH is analysed
immediately after a sample containing high concentrations of PAH. A solvent injection between samples can
be used to verify that there is no carry-over between samples.
6.1.6 Calculation
Starting from the measured peak heights, and using the calibration data from the standard solution(s)
analysed and the quantity of PAH present in the sample extract, calculate as follows:
F⋅⋅ρ Vd⋅
f
m = (1)
F
s
where
m is the mass of the PAH compound in the sample extract, in nanograms;
F is the peak height of the relevant PAH in the sample extract;
ρ is the mass concentration of the respective PAH in the standard solution, in nanograms per millilitre;
F is the peak height of the respective PAH in the standard solution;
s
V is the final volume of the sample extract, in millilitres;
d is the factor resulting from possible concentration or dilution of the sample extract.
f
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ISO 11338-2:2003(E)
PAH emission levels are expressed as the mass of
...
SLOVENSKI STANDARD
SIST ISO 11338-2:2004
01-junij-2004
(PLVLMHQHSUHPLþQLKYLURY±'RORþDQMHSOLQVNHLQWUGQHID]HSROLFLNOLþQLK
DURPDWVNLKRJOMLNRYRGLNRYGHO 3ULSUDYDY]RUFHYþLãþHQMHLQGRORþDQMH
Stationary source emissions -- Determination of gas and particle-phase polycyclic
aromatic hydrocarbons -- Part 2: Sample preparation, clean-up and determination
Émissions de sources fixes -- Détermination des hydrocarbures aromatiques
polycycliques sous forme gazeuse et particulaire -- Partie 2: Préparation des
échantillons, purification et détermination
Ta slovenski standard je istoveten z: ISO 11338-2:2003
ICS:
13.040.40 (PLVLMHQHSUHPLþQLKYLURY Stationary source emissions
SIST ISO 11338-2:2004 en
2003-01.Slovenski inštitut za standardizacijo. Razmnoževanje celote ali delov tega standarda ni dovoljeno.
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SIST ISO 11338-2:2004
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SIST ISO 11338-2:2004
INTERNATIONAL ISO
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Determination of gas and particle-phase
polycyclic aromatic hydrocarbons —
Part 2:
Sample preparation, clean-up and
determination
Émissions de sources fixes — Détermination des hydrocarbures
aromatiques polycycliques sous forme gazeuse et particulaire —
Partie 2: Préparation des échantillons, purification et détermination
Reference number
ISO 11338-2:2003(E)
©
ISO 2003
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ISO 11338-2:2003(E)
Contents Page
Foreword. iv
Introduction . v
1 Scope. 1
2 Normative references. 1
3 Terms and definitions. 1
4 Principle. 2
4.1 Sampling. 2
4.2 Analysis. 2
5 Safety measures. 2
6 Procedures. 2
6.1 HPLC method. 2
6.2 GC-MS method. 9
7 Limitations and interferences. 16
7.1 Limitations. 16
7.2 Interferences. 17
Annex A (informative) Maximum UV absorption wavelength and recommended combinations
of excitation-emission wavelengths for HPLC. 18
Annex B (informative) Formulae and physical properties of selected PAH . 19
Annex C (informative) Characteristic ions for GC-MS detection of selected PAH, recovery,
and surrogate recovery standards. 20
Annex D (informative) Applicability of internal standards for GC-MS detection of selected PAH. 21
Annex E (normative) Summary of performance characteristics of the HPLC method . 22
Bibliography . 23
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ISO 11338-2:2003(E)
Foreword
ISO (the International Organization for Standardization) is a worldwide federation of national standards bodies
(ISO member bodies). The work of preparing International Standards is normally carried out through ISO
technical committees. Each member body interested in a subject for which a technical committee has been
established has the right to be represented on that committee. International organizations, governmental and
non-governmental, in liaison with ISO, also take part in the work. ISO collaborates closely with the
International Electrotechnical Commission (IEC) on all matters of electrotechnical standardization.
International Standards are drafted in accordance with the rules given in the ISO/IEC Directives, Part 2.
The main task of technical committees is to prepare International Standards. Draft International Standards
adopted by the technical committees are circulated to the member bodies for voting. Publication as an
International Standard requires approval by at least 75 % of the member bodies casting a vote.
Attention is drawn to the possibility that some of the elements of this document may be the subject of patent
rights. ISO shall not be held responsible for identifying any or all such patent rights.
ISO 11338-2 was prepared by Technical Committee ISO/TC 146, Air quality, Subcommittee SC 1, Stationary
source emissions.
ISO 11338 consists of the following parts, under the general title Stationary source emissions —
Determination of gas and particle-phase polycyclic aromatic hydrocarbons:
Part 1: Sampling
Part 2: Sample preparation, clean-up and determination
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SIST ISO 11338-2:2004
ISO 11338-2:2003(E)
Introduction
This part of ISO 11338 describes procedures for sample preparation, clean-up and analysis of polycyclic
aromatic hydrocarbons (PAHs) (collected from stack and waste gases), based on either high performance
liquid chromatography (HPLC) (see Annexes A and E) or gas chromatography-mass spectrometry (GC-MS)
(see Annexes B, C and D).
PAHs are emitted to the atmosphere primarily by the combustion of fossil fuels and wood. PAHs are
considered to be an important class of environmental carcinogens. The identification and quantification of
PAHs emitted from stationary sources represent a critical aspect in the assessment of air quality.
Stack and waste gases emitted from stationary sources often contain solid particles. Because of the range of
their vapour pressures, PAHs are distributed between gas and particle phases. In the atmosphere, PAHs
containing four or more rings tend to adsorb onto particles, while PAHs containing two to four rings tend to be
present in gaseous form. However in stack and waste gases, the distribution of PAHs between gas and
particle phases depends on the temperature, the mass of emitted particles, particle size, humidity, type and
concentration of PAH.
During sampling, sample storage and preparation of the sample, losses of PAH can occur and prevent
quantitative analysis. These losses can be the result of the volatility of two- and three-ring PAHs, the physical-
chemical instability of PAHs in the presence of light, O , NO , SO , HCl and certain heavy metals.
3 x 2
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SIST ISO 11338-2:2004
INTERNATIONAL STANDARD ISO 11338-2:2003(E)
Stationary source emissions — Determination of gas and
particle-phase polycyclic aromatic hydrocarbons —
Part 2:
Sample preparation, clean-up and determination
1 Scope
This part of ISO 11338 specifies procedures for sample preparation, clean-up and analysis for the
determination of gas and particle-phase polycyclic aromatic hydrocarbons (PAH) in stack and waste gases.
The analytical methods are capable of detecting sub-microgram concentrations of PAH per cubic metre of
sample, depending on the type of PAH and the flue gas volume sampled.
The methods described in this part of ISO 11338 are based on either high performance liquid chromatography
(HPLC) or gas chromatography-mass spectrometry (GC-MS).
NOTE ISO 11338-1 describes three methods and specifies minimum requirements for the sampling of PAH in stack
and waste gases.
2 Normative references
The following referenced documents are indispensable for the application of this document. For dated
references, only the edition cited applies. For undated references, the latest edition of the referenced
document (including any amendments) applies.
ISO 4225:1994, Air quality — General aspects — Vocabulary
3 Terms and definitions
For the purposes of this document, the terms and definitions given in ISO 4225 and the following apply.
3.1
polycyclic aromatic hydrocarbon
PAH
compound that contains two or more fused aromatic rings made up of carbon and hydrogen atoms
3.2
stationary source emission
gas emitted by a stationary plant or process and transported to a chimney for dispersion into the atmosphere
3.3
accelerated solvent extractor
ASE
equipment that accelerates the traditional extraction process by using solvent at elevated temperatures
NOTE Pressure is applied to the sample extraction cell to maintain the heated solvent in a liquid state during the
extraction.
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ISO 11338-2:2003(E)
4 Principle
4.1 Sampling
A representative sample is collected from the gas passing through a duct under isokinetic conditions with the
use of a suitable sampling device. The particulate phase is collected on a suitable filter and the gas phase is
trapped by condensation onto an adsorbent [e.g. styrene-divinylbenzene polymer resin (XAD-2), polyurethane
foam or other adsorbent of comparable efficiency].
4.2 Analysis
After sampling, the sample is removed from the sampling equipment. The parts of the sampling equipment
which have been in contact with the sample are washed with solvent. The washings are then combined with
the filter(s) and adsorbent and then extracted with a suitable organic solvent, with the use of a Soxhlet
extractor [or other validated method, e.g. accelerated solvent extractor (ASE)]. The extract is concentrated by
means of a rotary evaporator, followed by further concentration under nitrogen if necessary. Sample clean-up
may be necessary before quantification.
An aliquot of the concentrated sample is analysed either by reversed phase high performance liquid
chromatography (HPLC) or by gas chromatography-mass-spectrometry (GC-MS). The concentration of each
PAH is calculated from the mass of PAH (particle- and gas-phase) determined during analysis and the volume
of flue gas sampled corrected to appropriate reference conditions.
5 Safety measures
All PAH should be treated as potential carcinogens. The user should be familiar with the chemical and
physical properties of PAH. Measures shall be taken to prevent PAH in solid form, extract or solution coming
into contact with the body. PAH can co-distil with the solvent and may cling to the outside of glassware with
ground glass stoppers.
Owing in particular to the risks associated with working with PAH in solid form, self-preparation of standard
1)
solutions is ill-advised. The use of commercially available standard solutions minimizes the risk of exposure.
All glassware containing PAH solutions shall therefore be handled with solvent-resistant gloves. Any
contamination can be revealed in ultraviolet light by fluorescence. PAH are most dangerous in solid form,
becoming electrostatically charged. Therefore PAH should be weighed in a glove box. Unused samples and
contaminated equipment, glassware and clothing shall be disposed of properly, taking into account the
relevant regulations.
6 Procedures
6.1 HPLC method
6.1.1 General
This subclause describes the preparation, sample clean-up and analytical method for determining the
concentration of polycyclic aromatic hydrocarbons (PAH) in stack and waste gases using high pressure liquid
chromatography (HPLC).
1) Standard Reference Material (SRM) 1647: Priority Pollutant Polynuclear Aromatic Hydrocarbons, a certified solution of
16 PAH in acetonitrile. This solution is an example of a suitable product available commercially from The National Institute
of Standards and Technology (NIST), US Department of Commerce, Gaithersburg, MD, USA. This information is given for
the convenience of users of this part of ISO 11338 and does not constitute an endorsement by ISO of this product.
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6.1.2 Reagents and materials
6.1.2.1 Acetonitrile, HPLC grade.
6.1.2.2 n-Hexane, HPLC grade.
6.1.2.3 Methanol, HPLC grade.
6.1.2.4 Pentane, HPLC grade.
6.1.2.5 Diethyl ether, reagent grade, preserved with 2 % ethanol, HPLC grade.
6.1.2.6 Silica gel, high purity grade, type 60, 70 mesh to 23 mesh.
6.1.2.7 Sodium sulfate, anhydrous, reagent grade, dried by heating at 300 °C for at least 4 h.
6.1.2.8 Recovery standards for HPLC: 2-methylchrysene or 6-methylchrysene, purity at least 98 %.
6.1.2.9 Compressed gases: high purity helium for degassing the mobile phase and high purity nitrogen
for sample concentration.
6.1.2.10 Aluminium foil.
6.1.2.11 Glass wool.
6.1.3 Apparatus
6.1.3.1 Soxhlet extractor, capacity 100 ml to 200 ml, and appropriate condenser.
6.1.3.2 Glass-fibre filter, precleaned by heating for 3 h at 200 °C or to an acceptable blank level.
6.1.3.3 Round-bottom flasks, capacity 100 ml and either 250 ml or 500 ml depending on the capacity of
the Soxhlet extractor.
6.1.3.4 Rotary evaporator system, capable of producing a maximum vacuum of 0,1 MPa (1,0 bar), and
with a water bath that can be heated to 50 °C.
6.1.3.5 Kuderna Danish concentrators, capacity 500 ml, including 10 ml graduated concentrator tubes
with ground-glass stoppers, and a 3-ball macro-Snyder column.
6.1.3.6 Nitrogen evaporative concentrator: nitrogen blow-down apparatus with flowrate control and
temperature-controlled water bath, evaporator tubes of volume 1 ml to 10 ml.
6.1.3.7 Separation funnels, of capacity 100 ml and 250 ml.
6.1.3.8 Glass chromatography column.
6.1.3.9 Conical tubes, of 10 ml capacity.
6.1.3.10 Extraction thimbles, pre-extracted with methanol.
6.1.3.11 Laboratory refrigerator, capable of cooling to less than 4 °C or freezer, capable of cooling to
less than −15 °C.
6.1.3.12 Bumping granules, solvent extract.
6.1.3.13 Oven, capable of maintaining 500 °C.
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6.1.3.14 High Performance Liquid Chromatography (HPLC) system, consisting of constant-flow pumps
adjusted with gradient controller, an injector capable of injecting sample volumes up to 20 µl, a means of
controlling the column temperature within the range 29 °C to 40 °C ± 1 °C, a fluorescence detector with
programmable excitation and emission wavelengths and a UV detector adjusted to a wavelength of 229 nm,
and accessories including column supplies, recorders and gases.
6.1.3.15 HPLC separation column, of glass or stainless steel [20 mm to 250 mm long and 3 mm to
4,6 mm internal diameter (ID)], based on silica, derivatized with C18 alkyl chains, of particle size 3 µm to 5 µm.
6.1.3.16 HPLC guard column, stainless steel column for use in reversed phase chromatography (10 mm
long by 2 mm ID, screen mesh < 1 µm, frit 0,5 µm) or other suitable columns.
Guard columns should always be used, because sample and eluent contamination can result in excessive
column pressures leading to altered selectivity.
6.1.3.17 Degassing system for HPLC, helium
Eluents should be degassed to avoid quenching of the fluorescence signal.
6.1.3.18 Filtration system, including filter of pore size 45 µm for filtration of mobile phase.
6.1.3.19 Syringes, 10 µl, 25 µl, 50 µl, 100 µl, 250 µl, 500 µl and 1 000 µl for preparing calibration,
reference standard and spiking solutions.
6.1.4 Sample preparation
6.1.4.1 Storage conditions of samples
Owing to possible reactions of PAH with light and components present in air, all sampling parts containing
PAH should be stored until required for laboratory preparation, in sealed containers protected from light and at
temperatures either between 0 °C to 4 °C or below –15 °C. Samples stored between 0 °C to 4 °C shall be
extracted within one week after sampling has been completed. If samples are stored at a temperature of
−15 °C or below, extraction shall take place within one month. Any condensate shall be acidified with
hydrochloric acid to pH ≈ 2, and may then be stored for up to 14 days.
6.1.4.2 Extraction of filters and solid sorbents
Remove the filter and solid sorbents from their sealed containers and place in the pre-extracted Soxhlet
thimble. Immediately prior to extraction add 500 µl of the recovery standard, 2- or 6-methylchrysene (6.1.2.8)
in acetonitrile (mass concentration of ≈ 1 µg/ml), to the sorbent or filter in order to determine the recovery of
the extraction procedure. If separate analyses of the sorbent and filter are required, both shall be spiked.
Carry out the extraction with 10 % diethyl ether (6.1.2.5) in n-hexane (6.1.2.2) for approximately 20 h, at a
reflux rate of 4 cycles per hour.
Add the recovery standard to all related samples, including field and method blanks.
Alternatively, other extraction techniques (e.g. ASE) or other solvents or solvent mixtures may be used if
validated by the user.
6.1.4.3 Extraction of condensate
Transfer the condensate into the separation funnel. Rinse the impingers or condensate flasks with n-hexane
(6.1.2.2) and transfer the n-hexane to the separation funnel. Shake for at least 5 min. Allow to settle and then
separate the n-hexane from the condensate. Carry out a further extraction on the condensate under the same
conditions and combine the n-hexane fractions. Dry the combined n-hexane fractions over sodium sulfate
(6.1.2.7).
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ISO 11338-2:2003(E)
The volume of n-hexane used in each of the two extractions shall be at least 20 % of the volume of the
condensate.
6.1.4.4 Concentration of the extract
Combine the dried n-hexane extracts of the condensate with the extract of the filter and solid sorbent. Filter
the combined extracts over a pre-cleaned glass-fibre filter (6.1.3.2) and transfer to the rotary evaporator.
Concentrate the extract to a volume of approximately 2 ml. Transfer the extract quantitatively with n-hexane to
a calibrated 10 ml conical tube. Add 1 ml of acetonitrile (6.1.2.1) to the tube. Then place the tube in a water
bath at 25 °C and concentrate the extract under a gentle stream of nitrogen until the hexane (upper layer) and
a small part of the acetonitrile is evaporated. Adjust the volume of the concentrated sample extracts to 1,0 ml
with acetonitrile.
Mix the sample well and transfer to sealed brown vials for storage at less than 4 °C, protected from light, until
analysed. Concentrated extracts should be analysed within 30 days.
A rotary evaporator (6.1.3.4) may be used with a vacuum of approximately 0,1 MPa pressure and a water bath
at a temperature not exceeding 45 °C. If validated by the user, other evaporation systems may be used to
concentrate the extract. If the extract is concentrated to dryness, substantial losses of PAH may occur;
therefore the sample should be discarded where this has occurred.
Other evaporation systems to concentrate the extract may be used if validated by the user.
NOTE 1 Concentrating the sample extract to a volume of 1 ml may not be needed, depending on the target detection
limits, the sensitivity of the detector and the flue gas volume sampled.
NOTE 2 The last evaporation step with the use of nitrogen is the most critical aspect in sample preparation. Losses of
volatile PAH due to the final concentration step of sample extracts can lead to losses up to 10 % for 2- to 4-ring PAH if n-
hexane is the extraction solvent. If toluene is used as extraction solvent, losses up to 10 % to 40 % for 2- to 4-ring PAH
can be expected.
6.1.4.5 Sample clean-up
6.1.4.5.1 General
Clean-up procedures may not be necessary for relative clean matrices. Complex matrices require a
purification stage, to eliminate interferences caused by the presence of polar and non-polar compounds.
If dichloromethane is used for extraction of the sample, it should be solvent-exchanged with n-hexane prior to
the clean-up procedure.
6.1.4.5.2 Column preparation
Extract silica gel, type 60, in a Soxhlet extractor with dichloromethane for 6 h (minimum rate, 3 cycles/h) and
then activate by heating in a foil-covered glass container for 16 h at 450 °C.
Pack a small piece of glass wool into the bottom of a glass chromatography column of 15 ml to 25 ml capacity
(e.g. 160 mm long × 11,5 mm ID). Slurry 10 g of the activated silica gel with pentane and pour into the column.
Tap the column gently as the slurry is settling to assure proper packing. Finally, add 1 g of anhydrous sodium
sulfate to the top of the silica gel.
6.1.4.5.3 Column chromatography
Prior to use, pre-elute the column with 40 ml of pentane and discard the eluate. While the pentane pre-eluent
still covers the top of the column, quantitatively transfer 1 ml of sample extract in n-hexane to the column, and
wash on with a further 2 ml of n-hexane to complete the transfer. Allow to elute through the column.
Immediately prior to exposure of the sodium sulfate layer to the air, add 25 ml of pentane and continue elution.
The pentane eluate may be discarded.
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SIST ISO 11338-2:2004
ISO 11338-2:2003(E)
Finally, elute the column with 25 ml of dichloromethane in pentane (4:6 volume ratio) at 2 ml/min and collect in
a 100 ml round-bottomed flask (6.1.3.3). Further concentrate the extract to a volume of ∼2 ml to 5 ml. Transfer
the extract quantitatively to a 10 ml conical tube (6.1.3.9). Transfer the tube to a water bath at 25 °C and
concentrate the extract to near dryness under a gentle stream of nitrogen. Then solvent-exchange the sample
extracts with acetonitrile and adjust the volume to 1,0 ml.
Clean-up columns are commercially available and may be used, if validated.
NOTE 1 The pentane fraction contains the aliphatic hydrocarbons. If required, this fraction can be analysed for specific
aliphatic hydrocarbons.
NOTE 2 An additional elution of the column with 25 ml of methanol will elute polar compounds (e.g. oxygenated,
nitrated and sulfonated PAH).
6.1.5 Sample analysis
6.1.5.1 Instrumentation
HPLC analysis is performed on an analytical system consisting of constant-flow pumps adjusted with a
gradient controller, injector, column heater, fluorescence detector with programmable excitation and emission
wavelengths, and a UV detector adjusted to a wavelength of 229 nm.
Typical instrument parameters are:
Column: glass or stainless steel, 200 mm long, 4,6 mm ID;
Stationary phase: silica derivatized with C18 alkyl chains, particle size 5 µm;
Mobile phase: solvent A acetonitrile/water (50 % volume fraction)
solvent B acetonitrile (100 % volume fraction)
linear gradient, with respect to time, changing from 100 % solvent A to 100 % solvent B;
Flowrate: 0,8 ml/min;
Injection volume: 20 µl;
Column temperature: (29 ± 1) °C.
A fluorescence detector with programmable wavelengths should be used for more selectivity in complex
matrices. The excitation and emission wavelength combinations can be optimized for each component. An
example is given in Annex A. Acenaphthylene is determined by UV (at 229 nm) because this component does
not exhibit fluorescence.
A minimum column length of 20 cm is desirable for sufficient peak separation. In order to achieve proper
results, injection volumes of 100 µl or more, column lengths of 15 cm or less and gradients of 25 min or less
should be avoided. Typical gradient time is about 40 min to 60 min.
NOTE 1 Choice of mobile phase, injection volume and flowrate depends on manufacturer’s column specifications.
NOTE 2 Diode-array detectors provide an opportunity to improve selectivity by using the entire UV spectrum of a
compound in order to identify false positives.
6.1.5.2 Instrument calibration
Prepare calibration standards of individual PAH at a minimum of five concentration levels by adding
appropriate volumes of stock standards to a volumetric flask. The lowest concentration shall be at a level near
the quantification limit.
6 © ISO 2003 — All rights reserved
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SIST ISO 11338-2:2004
ISO 11338-2:2003(E)
The standard solutions are directly injected and analysed, and the heights of the analyte peaks are plotted
against the concentration for each compound.
Determine the linear range for each compound by using linear regression, with peak height as a function of
concentration, and calculate the linear best-fit straight line. Determine the residuals of the measured values
against the fitted straight line. If the individual residuals are all less than 5 % of the fitted value, the instrument
is taken to be linear over the entire concentration range used. If any of the residuals is more than 5 %, the
concentration area is reduced by eliminating the measured value of the highest concentration and once again,
via linear regression, a straight line is calculated and checked.
If the linearity of the system has been established over the range of concentration of interest, a one-point
calibration can be used for daily quantification. In case any significant part of the instrument is replaced,
repeat linearity checks should take place.
NOTE With chromatographic techniques, it is customary to use peak areas; however in view of the resolution
capability of HPLC columns and the complexity of the resulting chromatogram from emission samples, peak heights are
used for calculations.
6.1.5.3 Analysis
If the sample extracts are removed from cold storage, allow them to warm to room temperature before
analysis. Once the HPLC system is set up, make 20 µl injections of each sample extract. Determine the
retention times of the individual peaks and identify them against the chromatogram of the calibration
standards.
The retention times of the sample analyte and corresponding calibration standard should not differ by more
than 0,2 min. In case of greater retention time shifts with regard to the calibration standard, an extra
identification can be made by using a diode-array detector or by GC-MS.
Measure the peak height of individual peaks, using a correctly positioned baseline. Each sample is, in
principle, analysed undiluted. If compounds fall outside the linear field of the detector, dilute the sample and
re-analyse.
Duri
...
NORME ISO
INTERNATIONALE 11338-2
Première édition
2003-06-01
Émissions de sources fixes —
Détermination des hydrocarbures
aromatiques polycycliques sous forme
gazeuse et particulaire —
Partie 2:
Préparation des échantillons, purification
et détermination
Stationary source emissions — Determination of gas and particle-phase
polycyclic aromatic hydrocarbons —
Part 2: Sample preparation, clean-up and determination
Numéro de référence
ISO 11338-2:2003(F)
©
ISO 2003
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ISO 11338-2:2003(F)
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ISO 11338-2:2003(F)
Sommaire Page
Avant-propos. iv
Introduction . v
1 Domaine d'application. 1
2 Références normatives. 1
3 Termes et définitions. 1
4 Principe. 2
4.1 Échantillonnage. 2
4.2 Analyse. 2
5 Mesures de sécurité. 2
6 Modes opératoires. 3
6.1 Méthode par chromatographie en phase liquide à haute performance . 3
6.2 Méthode par chromatographie en phase gazeuse/spectrométrie de masse. 10
7 Limites et interférences. 18
7.1 Limites. 18
7.2 Interférences. 19
Annexe A (informative) Longueur d'onde maximale d'absorption des UV et combinaisons
recommandées de longueurs d'onde excitation-émission pour la chromatographie en
phase liquide à haute performance. 20
Annexe B (informative) Formules et caractéristiques physiques de quelques hydrocarbures
aromatiques polycycliques pour chromatographie en phase gazeuse-spectrométrie de
masse . 21
Annexe C (informative) Ions caractéristiques pour la détection par chromatographie en phase
gazeuse-spectrométrie de masse des hydrocarbures aromatiques polycycliques de
composés utilisés comme étalons pour quantification des taux de récupération et étalons
pour quantification des taux de récupération des produits de remplacement . 22
Annexe D (informative) Applicabilité des étalons internes pour la détection par chromatographie
en phase gazeuse-spectrométrie de masse d’hydrocarbures aromatiques polycycliques
sélectionnés . 23
Annexe E (normative) Récapitulatif des caractéristiques de performance de la méthode par
chromatographie en phase liquide à haute performance. 24
Bibliographie . 25
© ISO 2003 — Tous droits réservés iii
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ISO 11338-2:2003(F)
Avant-propos
L'ISO (Organisation internationale de normalisation) est une fédération mondiale d'organismes nationaux de
normalisation (comités membres de l'ISO). L'élaboration des Normes internationales est en général confiée
aux comités techniques de l'ISO. Chaque comité membre intéressé par une étude a le droit de faire partie du
comité technique créé à cet effet. Les organisations internationales, gouvernementales et non
gouvernementales, en liaison avec l'ISO participent également aux travaux. L'ISO collabore étroitement avec
la Commission électrotechnique internationale (CEI) en ce qui concerne la normalisation électrotechnique.
Les Normes internationales sont rédigées conformément aux règles données dans les Directives ISO/CEI,
Partie 2.
La tâche principale des comités techniques est d'élaborer les Normes internationales. Les projets de Normes
internationales adoptés par les comités techniques sont soumis aux comités membres pour vote. Leur
publication comme Normes internationales requiert l'approbation de 75 % au moins des comités membres
votants.
L'attention est appelée sur le fait que certains des éléments du présent document peuvent faire l'objet de
droits de propriété intellectuelle ou de droits analogues. L'ISO ne saurait être tenue pour responsable de ne
pas avoir identifié de tels droits de propriété et averti de leur existence.
L'ISO 11338-2 a été élaborée par le comité technique ISO/TC 146, Qualité de l'air, sous-comité SC 1,
Émissions de sources fixes.
L'ISO 11338 comprend les parties suivantes, présentées sous le titre général Émissions de sources fixes —
Détermination des hydrocarbures aromatiques polycycliques sous forme gazeuse et particulaire:
Partie 1: Échantillonnage
Partie 2: Préparation des échantillons, purification et détermination
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ISO 11338-2:2003(F)
Introduction
La présente partie de l’ISO 11338 décrit les modes opératoires à suivre pour la préparation, la purification et
l’analyse des hydrocarbures aromatiques polycycliques (PAH) (effluents gazeux prélevés en cheminée) par
chromatographie en phase liquide à haute performance (HPLC) (voir Annexes A et E) ou par
chromatographie en phase gazeuse-spectrométrie de masse (GC-MS) (voir Annexes B, C et D).
Des hydrocarbures aromatiques polycycliques sont émis dans l’atmosphère principalement par la combustion
de combustibles fossiles et de bois. Les hydrocarbures aromatiques polycycliques sont considérés comme
une classe importante de carcinogènes liés à l’environnement. L’identification et la quantification des
hydrocarbures aromatiques polycycliques émis par des sources fixes représentent un aspect essentiel de
l’évaluation de la qualité de l’air.
Les effluents gazeux prélevés en cheminée et émis par des sources fixes contiennent souvent des particules
solides. Compte tenu de l’extrême diversité de leurs tensions de vapeur, les hydrocarbures aromatiques
polycycliques se trouveront à la fois sous forme gazeuse et sous forme particulaire. Dans l’atmosphère, les
hydrocarbures aromatiques polycycliques contenant au moins quatre cycles auront tendance à se déposer
sur les particules par adsorption, tandis que ceux contenant deux à quatre cycles auront tendance à être
présents sous forme gazeuse. Dans les effluents gazeux prélevés en cheminée, les hydrocarbures
aromatiques polycycliques seront sous forme gazeuse ou particulaire selon la température, la masse de
particules, la granulométrie, l’humidité, le type et la concentration d’hydrocarbures aromatiques polycycliques.
Des pertes d’hydrocarbures aromatiques polycycliques peuvent se produire au cours de l’échantillonnage, du
stockage des échantillons et de la préparation de l’échantillon, perturbant l’analyse quantitative. Ces pertes
peuvent être dues à la volatilité des hydrocarbures aromatiques polycycliques à deux et trois cycles, à
l’instabilité physico-chimique des hydrocarbures aromatiques polycycliques en présence de lumière, de O ,
3
NO , SO , HCl, ou de certains métaux lourds.
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NORME INTERNATIONALE ISO 11338-2:2003(F)
Émissions de sources fixes — Détermination des
hydrocarbures aromatiques polycycliques sous forme gazeuse
et particulaire —
Partie 2:
Préparation des échantillons, purification et détermination
1 Domaine d'application
La présente partie de l’ISO 11338 spécifie les modes opératoires à suivre pour la préparation, la purification et
l’analyse des échantillons afin de déterminer la teneur en hydrocarbures aromatiques polycycliques (PAH)
sous forme gazeuse et particulaire dans les effluents gazeux prélevés en cheminée. Les méthodes d’analyse
permettent de détecter des concentrations inférieures au microgramme d’hydrocarbures aromatiques
polycycliques par mètre cube, selon le type d’hydrocarbure aromatique polycyclique et le volume d’effluent
prélevé.
Les méthodes décrites dans la présente partie de l’ISO 11338 sont fondées soit sur la chromatographie en
phase liquide à haute performance (HPLC), soit sur la chromatographie en phase gazeuse-spectrométrie de
masse (GC-MS).
NOTE L’ISO 11338-1 décrit trois méthodes d’échantillonnage et spécifie les exigences minimales qui s’appliquent à
l’échantillonnage des hydrocarbures aromatiques polycycliques dans les effluents gazeux prélevés en cheminée.
2 Références normatives
Les documents de référence suivants sont indispensables pour l'application du présent document. Pour les
références datées, seule l'édition citée s'applique. Pour les références non datées, la dernière édition du
document de référence s'applique (y compris les éventuels amendements).
ISO 4225:1994, Qualité de l'air — Aspects généraux — Vocabulaire
3 Termes et définitions
Pour les besoins du présent document, les termes et définitions donnés dans l’ISO 4225 ainsi que les
suivants s'appliquent.
3.1
hydrocarbures aromatiques polycycliques
PAH
composés contenant au moins deux cycles aromatiques condensés constitués d’atomes de carbone et
d’hydrogène
3.2
émissions de sources fixes
gaz émis par une usine ou une installation fixe, évacués dans l’atmosphère par une cheminée
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3.3
extracteur accéléré de solvant
ASE
équipement pour accélérer le processus traditionnel d’extraction, par utilisation de solvant à température
élevée
NOTE La cellule d’extraction est maintenue sous pression, pour que le solvant chauffé reste à l’état liquide pendant
l’extraction.
4 Principe
4.1 Échantillonnage
Un échantillon représentatif est prélevé de manière isocinétique dans le conduit de gaz, au moyen d’un
dispositif d’échantillonnage approprié. La phase particulaire est recueillie sur un filtre approprié, et la phase
gazeuse est recueillie par condensation et par adsorption [par exemple au moyen de résine polymère styrène-
divinylbenzène (XAD-2), de mousse polyuréthane ou de tout autre adsorbant d’efficacité comparable].
4.2 Analyse
Après prélèvement, l’échantillon est retiré du dispositif d'échantillonnage. Les parties du dispositif
d'échantillonnage qui ont été en contact avec l'échantillon sont lavées au solvant. Les solvants de rinçage
sont ensuite combinés avec le(s) filtre(s) et l'adsorbant, puis extraits au moyen d’un solvant organique
approprié, à l’aide d’un extracteur de Soxhlet [ou par toute autre méthode validée, par exemple l’extracteur
accéléré de solvant (ASE)]. L’extrait est concentré au moyen d’un évaporateur rotatif, puis sous azote si
nécessaire. Il peut être nécessaire de purifier l’échantillon avant de procéder à la quantification.
Une partie aliquote de l'échantillon concentré est analysée par chromatographie en phase liquide à haute
performance en phase inverse ou par chromatographie en phase gazeuse-spectrométrie de masse. La
concentration de chaque hydrocarbure aromatique polycyclique est déterminée à partir de la masse
d’hydrocarbures aromatiques polycycliques (phase particulaire et gazeuse) déterminée par l'analyse et du
volume de l’échantillon gazeux ramené à des conditions normalisées.
5 Mesures de sécurité
Il convient de considérer tous les hydrocarbures aromatiques polycycliques comme des carcinogènes
potentiels. Il y a lieu que l’utilisateur soit familiarisé avec leurs propriétés physico-chimiques. Éviter tout
contact corporel avec les hydrocarbures aromatiques polycycliques, qu’ils soient sous forme solide ou sous
forme d’extraits ou de solutions. Les hydrocarbures aromatiques polycycliques peuvent se codistiller avec le
solvant et adhérer à l’extérieur de la verrerie à bouchon de verre rodé.
En raison des risques associés à l’utilisation d’hydrocarbures aromatiques polycycliques, en particulier sous
forme solide, il est déconseillé de préparer soi-même les solutions étalons. Il est préférable d’utiliser les
1)
solutions étalons vendues dans le commerce afin de minimiser les risques d’exposition .
Toute la verrerie contenant des solutions d’hydrocarbures aromatiques polycycliques doit donc être manipulée
avec des gants résistant aux solvants. La lumière ultraviolette permet de révéler une éventuelle contamination
par fluorescence. Les hydrocarbures aromatiques polycycliques sont très dangereux sous forme solide, car ils
acquièrent alors une charge électrostatique. Il convient donc de peser les hydrocarbures aromatiques
polycycliques dans une boîte à gants. Les échantillons non utilisés et le matériel, la verrerie et les vêtements
1) Étalon de référence 1647: hydrocarbures aromatiques polycycliques polluants primaires, une solution certifiée de 16
hydrocarbures aromatiques polycycliques dans l'acétonitrile. Cette solution est un exemple de produit approprié disponible
auprès du National Institute of Standards and Technology (NIST), US Department of Commerce, Gaithersburg, MD, États-
Unis. Cette information est donnée à l'intention des utilisateurs de la présente partie de l'ISO 11338 et ne signifie
nullement que l'ISO approuve ou recommande l'emploi exclusif du produit ainsi désigné.
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contaminés doivent être éliminés de manière appropriée, dans le respect des réglementations
correspondantes.
6 Modes opératoires
6.1 Méthode par chromatographie en phase liquide à haute performance
6.1.1 Généralités
Le présent paragraphe décrit la préparation, la purification des échantillons et la méthode d’analyse
permettant de déterminer par chromatographie en phase liquide à haute performance la concentration en
hydrocarbures aromatiques polycycliques dans les effluents gazeux prélevés en cheminée.
6.1.2 Réactifs et matériaux
6.1.2.1 Acétonitrile, de qualité chromatographie en phase liquide à haute performance.
6.1.2.2 Hexane normal, de qualité chromatographie en phase liquide à haute performance.
6.1.2.3 Méthanol, de qualité chromatographie en phase liquide à haute performance.
6.1.2.4 Pentane, de qualité chromatographie en phase liquide à haute performance.
6.1.2.5 Éther diéthylique, réactif de qualité analytique reconnue, conservé avec 2 % d’éthanol, de
qualité chromatographie en phase liquide à haute performance.
6.1.2.6 Gel de silice, de haut degré de pureté, de type 60, de maille 70 à 23.
6.1.2.7 Sulfate de sodium, anhydre, réactif de qualité analytique reconnue, desséché par chauffage à
300 °C pendant au moins 4 h.
6.1.2.8 Étalons pour quantification des taux de récupération pour chromatographie en phase
liquide à haute performance: 2-méthylchrysène ou 6-méthylchrysène, de pureté au moins égale à 98 %.
6.1.2.9 Gaz comprimés: hélium de pureté élevée pour la phase mobile de dégazage et azote de pureté
élevée pour la concentration des échantillons.
6.1.2.10 Feuille d'aluminium.
6.1.2.11 Laine de verre.
6.1.3 Instruments
6.1.3.1 Tube extracteur de Soxhlet, de 100 ml à 200 ml de capacité, et condenseur approprié.
6.1.3.2 Filtre en fibre de verre, préalablement purifié par chauffage pendant 3 h à 200 °C ou jusqu'à
l'obtention d'un niveau de blanc acceptable.
6.1.3.3 Fioles à fond rond, de 100 ml et de 250 ml ou de 500 ml de capacité, selon la taille de
l'extracteur de Soxhlet.
6.1.3.4 Système d’évaporation rotatif, permettant d’afficher un vide maximal de 0,1 MPa (1,0 bar), et
avec bain-marie pouvant être chauffé à 50 °C.
6.1.3.5 Concentrateurs Kuderna-Danish, de 500 ml de capacité, avec tubes à graduations de 10 ml
munis de bouchons en verre dépoli, et d’une macro-colonne de Snyder à 3 billes.
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6.1.3.6 Concentrateur par évaporation sous azote: appareillage sous courant d’azote à débit réglable
et bain-marie thermostaté, tubes évaporateurs de 1 ml à 10 ml.
6.1.3.7 Entonnoirs de séparation, de 100 ml et 250 ml.
6.1.3.8 Colonne de chromatographie en verre.
6.1.3.9 Tubes coniques, de 10 ml de capacité.
6.1.3.10 Cartouches à extraction, préalablement extraites au méthanol.
6.1.3.11 Réfrigérateur de laboratoire, permettant de refroidir à moins de 4 °C ou congélateur,
permettant de refroidir au-dessous de −15 °C.
6.1.3.12 Pierres facilitant l’ébullition, extraites par solvant.
6.1.3.13 Four, permettant de conserver une température de 500 °C.
6.1.3.14 Système de chromatographie en phase liquide à haute performance, constitué de pompes à
débit constant avec gradient contrôlé, injecteur permettant d’injecter des volumes d’échantillon pouvant
atteindre 20 µl, colonne thermostatée entre 29 °C et 40 °C, à ± 1 °C près, détecteur de fluorescence avec
longueurs d’onde d’émission et d'excitation programmables, et détecteur d’UV réglé sur une longueur d’onde
de 229 nm, et accessoires, notamment colonnes, enregistreurs et gaz.
6.1.3.15 Colonne de séparation par chromatographie en phase liquide à haute performance, en
verre ou en acier inoxydable, à base de silice greffée par chaînes alkyles C18 de granulométrie de 3 µm à
5 µm (longueur 20 mm à 250 mm, diamètre intérieur 3 mm à 4,6 mm).
6.1.3.16 Colonne de garde pour chromatographie en phase liquide à haute performance, en acier
inoxydable pour la chromatographie en phase inverse (longueur 10 mm, diamètre intérieur 2 mm, tamis
< 1 µm, fritté 0,5 µm) ou autres colonnes appropriées.
Il convient de toujours utiliser des colonnes de garde, car la contamination de l’échantillon et de l’éluent peut
entraîner des pressions excessives dans la colonne et modifier la sélectivité.
6.1.3.17 Système de dégazage pour chromatographie en phase liquide à haute performance,
hélium.
Il convient de prévoir le dégazage des éluents afin d’éviter l’extinction du signal de fluorescence.
6.1.3.18 Système de filtrage, comprenant un filtre à pores de 45 µm pour le filtrage de la phase mobile.
6.1.3.19 Seringues, de 10 µl, 25 µl, 50 µl, 100 µl, 250 µl, 500 µl et 1 000 µl pour la préparation de la
solution d’étalonnage, de la solution titrée de référence et de la solution de dopage.
6.1.4 Préparation des échantillons
6.1.4.1 Conditions de conservation des échantillons
Les hydrocarbures aromatiques polycycliques pouvant réagir à la lumière et au contact de composés présents
dans l’air, il convient de conserver tous les échantillons contenant des hydrocarbures aromatiques
polycycliques dans des récipients hermétiques, à l’abri de la lumière et à une température comprise entre
0 °C et 4 °C ou inférieure à −15 °C, jusqu’à la préparation en laboratoire. Les échantillons conservés entre
0 °C et 4 °C doivent être extraits dans la semaine qui suit l’échantillonnage. Si les échantillons sont conservés
à −15 °C ou à une température inférieure, il faut procéder à l’extraction dans le mois qui suit. Tout condensat
doit être acidifié à l’acide chlorhydrique à environ pH 2 et peut alors être stocké pendant 14 jours.
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6.1.4.2 Extraction des filtres et adsorbants solides
Le filtre et les adsorbants solides sont retirés de leurs récipients hermétiques et placés dans la cartouche
préalablement extraite d’un Soxhlet. Juste avant de procéder à l’extraction, ajouter à l’adsorbant ou au filtre
500 µl d’étalon pour quantification des taux de récupération, 2- ou 6-méthylchrysène (6.1.2.8) en solution
dans l’acétonitrile (à une concentration massique d’environ 1 µg/ml), afin de déterminer la récupération de
l’extraction. Si l’analyse est effectuée séparément pour l’adsorbant et pour le filtre, les deux doivent être
dopés.
L’extraction est effectuée avec 10 % d’éther diéthylique (6.1.2.5) dans de l’hexane normal (6.1.2.2) pendant
environ 20 h, à un taux de reflux de 4 cycles par heure.
L’étalon pour quantification des taux de récupération doit être ajouté à tous les échantillons, y compris les
blancs de site et les blancs de la méthode.
D’autres techniques d’extraction (par exemple l’ASE) ou d'autres solvants ou mélanges de solvants peuvent
être utilisés s’ils sont validés par l’utilisateur.
6.1.4.3 Extraction du condensat
Transférer le condensat dans l’entonnoir de séparation. Rincer les projections ou les fioles de condensat avec
de l’hexane normal (6.1.2.2) et transférer l’hexane normal dans l’entonnoir de séparation. Agiter pendant au
moins 5 min. Laisser décanter, puis séparer l’hexane normal du condensat. Effectuer une autre extraction sur
le condensat dans les mêmes conditions et combiner les fractions d’hexane normal. Sécher les fractions
combinées d’hexane normal sur du sulfate de sodium (6.1.2.7).
Le volume d’hexane normal utilisé pour chacune des deux extractions doit être au moins égal à 20 % du
volume du condensat.
6.1.4.4 Concentration de l’extrait
Combiner les fractions d’hexane normal séchées du condensat avec les fractions extraites du filtre et de
l’adsorbant solide. Les extraits combinés sont filtrés à travers un filtre en fibre de verre préalablement nettoyé
(6.1.3.2), et transférés dans l’évaporateur rotatif. Concentrer l’extrait à un volume d’environ 2 ml. Transférer
quantitativement l’extrait avec de l’hexane normal dans un tube conique étalonné de 10 ml. Ajouter 1 ml
d’acétonitrile (6.1.2.1) au tube. Placer ensuite le tube dans un bain-marie à 25 °C et concentrer l’extrait dans
un léger flux d’azote, jusqu’à ce que l’hexane (couche supérieure) et une petite partie de l’acétonitrile se
soient évaporés. Ajuster volumétriquement les extraits d’échantillons concentrés à 1,0 ml au moyen
d’acétonitrile.
Bien mélanger l’échantillon et le transférer dans des flacons bruns hermétiques, pour conservation à moins de
4 °C, à l'abri de la lumière, jusqu’à l’analyse. Il convient d’analyser les extraits concentrés dans les 30 jours.
Un évaporateur rotatif (6.1.3.4) peut être utilisé, sous une dépression d’environ 0,1 MPa, avec un bain-marie à
une température n’excédant pas 45 °C. Si l’extrait est concentré jusqu’à siccité, des pertes importantes
d’hydrocarbures aromatiques polycycliques peuvent se produire, par conséquent il convient d’éliminer
l’échantillon.
D'autres systèmes d'évaporation peuvent être utilisés pour concentrer l'extrait, s'ils sont validés par
l'utilisateur.
NOTE 1 Il n’est pas toujours nécessaire d’obtenir une concentration de l’extrait d’échantillon à 1 ml; cela dépend des
limites de détection cibles, de la sensibilité du détecteur et du volume d'échantillon prélevé.
NOTE 2 La dernière étape d’évaporation utilisant de l’azote est l’aspect le plus délicat de la préparation des
échantillons. Les pertes d’hydrocarbures aromatiques polycycliques volatils dues à l’étape de concentration finale des
extraits d’échantillons peuvent entraîner des pertes pouvant atteindre 10 % pour les hydrocarbures aromatiques
polycycliques de 2 à 4 cycles si le solvant d’extraction est de l’hexane normal. Si l’on utilise du toluène comme solvant
d’extraction, les pertes peuvent être comprises entre 10 % et 40 % pour les hydrocarbures aromatiques polycycliques de
2 à 4 cycles.
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6.1.4.5 Purification des échantillons
6.1.4.5.1 Généralités
Si les matrices sont relativement propres, il peut ne pas être nécessaire de procéder à une purification. Les
matrices complexes nécessitent une étape de purification afin d’éliminer les interférences dues à la présence
de composés polaires et non polaires.
Si du dichlorométhane est utilisé pour l’extraction de l’échantillon, il convient de l’échanger par solvant avec
de l’hexane normal, avant l’étape de purification.
6.1.4.5.2 Préparation de la colonne
Extraire du gel de silice de type 60 dans un tube de Soxhlet avec du dichlorométhane pendant 6 h (vitesse
minimale: 3 cycles/h), puis l'activer par chauffage dans un récipient en verre recouvert d’une feuille pendant
16 h à 450 °C.
Poser un petit morceau de laine de verre au fond d’une colonne chromatographique en verre de 15 ml à 25 ml
(par exemple 11,5 mm de diamètre intérieur × 160 mm de longueur). Mélanger 10 g de gel de silice activé à
du pentane et verser dans la colonne. Tapoter légèrement la colonne pour permettre à la suspension de se
décanter correctement et de garnir la colonne. Ajouter ensuite 1 g de sulfate de sodium anhydre sur le gel de
silice.
6.1.4.5.3 Colonne chromatographique
Avant utilisation, prééluer la colonne avec 40 ml de pentane, et éliminer l’éluat. Alors que le pentane couvre le
haut de la colonne, verser dans la colonne 1 ml d’échantillon extrait dans l’hexane normal, puis ajouter 2 ml
d’hexane normal pour achever le transfert. Laisser s’opérer l’élution dans la colonne. Juste avant que la
couche de sulfate de sodium soit exposée à l’air, ajouter 25 ml de pentane et poursuivre l’élution. L’éluat de
pentane peut être éliminé.
La colonne est finalement éluée à 2 ml/min avec 25 ml de dichlorométhane dans du pentane (4:6 en volume)
et l’éluat est recueilli dans une fiole à fond rond de 100 ml (6.1.3.3). L’extrait est ensuite concentré à nouveau
pour être ramené à un volume d’environ 2 ml à 5 ml. Transférer quantitativement l’extrait dans un tube
conique de 10 ml (6.1.3.9). Transférer le tube dans un bain-marie à 25 °C et concentrer l’extrait presque
jusqu’à siccité dans un léger flux d’azote. Les extraits d’échantillons sont ensuite échangés par solvant avec
de l’acétonitrile, et ajustés volumétriquement à 1,0 ml.
Des colonnes de purification vendues dans le commerce peuvent être utilisées si elles sont validées par
l’utilisateur.
NOTE 1 La fraction de pentane contient les hydrocarbures aliphatiques. Si nécessaire, cette fraction peut être
analysée pour des hydrocarbures aliphatiques spécifiques.
NOTE 2 Une élution supplémentaire de la colonne avec 25 ml de méthanol permettra d’éluer des composés polaires
(par exemple des hydrocarbures aromatiques polycycliques oxygénés, nitrifiés et sulfonés).
6.1.5 Analyse des échantillons
6.1.5.1 Appareillage
Les analyses par chromatographie en phase liquide à haute performance sont réalisées sur un système
analytique constitué de pompes à débit constant réglées avec un contrôleur de gradient, un
...
Questions, Comments and Discussion
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